Нозокомиальная пневмония у взрослых: структура возбудителей и новые возможности этиологической диагностики

DOI: https://dx.doi.org/10.18565/pharmateca.2019.5.39-46

21.05.2019
58

1) Российский университет дружбы народов, Москва, Россия; 2) Смоленский государственный медицинский университет, Смоленск, Россия; 3) Центр стратегического планирования и управления медико-биологическими рисками здоровью, Москва, Россия; 4) Городская клиническая больница им. В.В. Виноградова, Москва, Россия

Нозокомиальная пневмония (НП) – одна из наиболее частых инфекций, связанных с оказанием медицинской помощи. Ввиду широкой распространенности поли-, экстремально- и панрезистентных бактерий существенную проблему представляет выбор режимов эмпирической антимикробной терапии НП. В статье освещены вопросы этиологической структуры НП у взрослых, представлены основные тенденции антибиотикорезистентности среди нозокомиальных патогенов в РФ, рассмотрены современные методы этиологической диагностики НП, включая перспективные направления, основанные на методах амплификации нуклеиновых кислот.

Введение

Одной из самых распространенных инфекций, связанных с оказанием медицинской помощи, является нозокомиальная пневмония (НП). Заболеваемость НП составляет от 5 до 20 случаев на 1000 госпитализаций. Наиболее высокие показатели регистрируются среди пожилых больных, лиц с иммунодефицитом и у пациентов хирургических отделений стационаров [1]. Около трети случаев НП приходится на пациентов отделений реанимации и интенсивной терапии (ОРИТ); большинство из них составляет вентилятор-ассоциированная пневмония – НПИВЛ [2].

НП характеризуется высокой атрибутивной летальностью (от 10–25% в отделениях общего профиля до 36% среди пациентов, госпитализированных в ОРИТ) [1, 3]. К предикторам неблагоприятного прогноза наряду с искусственной вентиляцией легких относят сопутствующие хронические заболевания (например, хроническую обструктивную болезнь легких, хроническую сердечную недостаточность), рецидивирование НП на фоне интенсивной терапии; вероятность неблагоприятного исхода возрастает у пациентов хирургического профиля и при инфицировании полирезистентными возбудителями.

При лечении пациентов с НП наиболее актуальной является задача своевременного назначения адекватного режима антимикробной терапии (АМТ), предполагающего учет как наиболее вероятных возбудителей, так и распространенных механизмов их вторичной резистентности к антимикробным препаратам (АМП) [1, 4–8].

Ограниченный спектр эффективных АМП и высокая распространенность поли-, экстремально- и панрезистентных бактерий в многопрофильных стационарах России существенно сокращают возможности адекватной эмпирической терапии [1, 6]. Это диктует необходимость поиска и внедрения в клиническую практику новых методов диагностики, направленных на максимально раннее установление этиологии НП и выявление наиболее значимых маркеров антибиотикорезистентности, таких как продукция β-лактамаз расширенного спектра (БЛРС) энтеробактериями, карбапенемаз – неферментирующими бактериями, метициллинорезистентность у Staphylococcus aureus.

В статье освещены вопросы этиологической структуры НП у взрослых, представлены основные тенденции АБР среди нозокомиальных патогенов в РФ, а также рассмотрены современные методы этиологической диагностики НП.

Этиология НП

НП может вызываться широким спектром возбудителей, при этом этиология заболевания зависит от таких факторов, как сроки пребывания пациента в лечебном учреждении, основное заболевание, которое стало поводом для госпитализации и его осложнения, тип стационара и отделения, политика применения АМП [1, 6]. Спектр возбудителей ранней НП (до 5 суток пребывания в стационаре) сходен с таковым при внебольничной пневмонии (ВП). Наиболее часто ее вызывают Streptococcus pneumoniae, нетипируемая Haemophilus influenzae, реже S. aureus, как правило, метициллиночувствительные изоляты (MSSA) и энтеробактерии [1].

Среди возбудителей поздней НП доминируют аэробные грамотрицательные микроорганизмы, такие как Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter spp., Pseudomonas аeruginosa [1, 4, 9, 10]. Часто при НП выделяют и грамположительные бактерии, такие как S. aureus, преимущественно MRSA (methicillin-resistant Staphylococcus aureus) [1, 9, 10].

Для отдельных категорий больных НП актуальными могут быть Stenotrophomonas maltophilia и Burkholderia cepacia, Pneumocystis jirovecii, Legionella pneumophila и микромицеты [1, 11].

Структура возбудителей НП, по данным многоцентрового исследования МАРАФОН, представлена на рис. 1. Как показывает исследование, более половины всех случаев НП установленной этиологии приходилось на энтеробактерии, следующими по актуальности являлись неферментирующие бактерии, такие как P. aeruginosa и Acinetobacter baumannii. Среди энтеробактерий наиболее частыми видами были K. pneumoniae (20,7%) и E. coli (11,2%) [1].

Тенденции антибиотикорезистентности возбудителей НП

Наиболее значимым с точки зрения выбора режимов эмпирической и этиотропной АМТ НП является мониторинг АБР среди Enterobacterales, A. baumannii, P. aeruginosa и S. aureus.

При выборе режимов АМТ, активных в отношении энтеробактерий, в первую очередь следует учитывать широкое и глобальное распространение изолятов, продуцирующих БЛРС (превышает 70%), что обусловливает нечувствительность к цефалоспоринам (ЦС) III–IV поколений (цефотаксим, цефтазидим, цефепим) [12]. Среди нозокомиальных изолятов Enterobacterales также наблюдается высокий уровень устойчивости к фторхинолонам, гентамицину и пиперациллину/тазобактаму, составивший в исследовании МАРАФОН 65,5%, 49,7 и 52% соответственно [12]. Необходимо отметить также быстрый рост резистентности Enterobacterales к карбапенемам, которая по данным интернет-ресурса «Карта антибиотикорезистентности» (map.antibiotic.ru) в 2016 г. составила 17,9% (опосредована продукцией карбапенемаз, чаще OXA-48).

A. baumannii в течение последних лет входит в число наиболее «проблемных» грамотрицательных возбудителей нозокомиальных инфекций (НИ) по всем миру ввиду возрастания клинической значимости и широкого распространения изолятов с фенотипом экстремальной резистентности к АМП [13, 14]. Среди A. baumannii нечувствительными к меропенему и имипенему в исследовании МАРАФОН оказались 75 и 71% изолятов соответственно, что обусловлено преимущественно наличием OXA-карбапенемаз: OXA-24/40 (39,7%), OXA-23 (23,8%) и OXA-58 (0,6%) [14]. При сравнении полученных данных с результатами предшествовавших исследований [15, 16] отмечается чрезвычайно быстрый рост устойчивости A. baumannii к карбапенемам в РФ (в основном за счет распространения изолятов, продуцирующих ферменты группы OXA-24/40), которая в настоящее время превосходит 80% (данные интернет-ресурса «Карта антибиотикорезистентности» за 2016 г.). Следует отметить высокий уровень резистентности A. baumannii и к другим классам АМП, включая ципрофлоксацин, азтреонамко-тримоксазол, полимиксины, тигециклин и сульбактам [14].

Сходные данные получены в многоцентровом исследовании ЭРГИНИ, выполненном в ОРИТ 15 стационаров РФ (рис. 2). Среди возбудителей НИ в динамике отмечается значимое увеличение распространенности изолятов Klebsiella spp., устойчивых к ЦС III поколения и карбапенемам, A. baumannii – к сульбактаму и карбапенемам [17].

Нозокомиальные изоляты P. aeruginosa обладают чрезвычайно высоким уровнем резистентности к большинству применяемых АМП, что делает крайне затруднительным выбор препаратов для эмпирической терапии. По результатам исследования МАРАФОН, нечувствительность к антисинегнойным ЦС – цефепиму и цефтазидиму проявляли 52 и 56% изолятов соответственно, к пиперациллину/тазобактаму – 58%, к имипенему и меропенему – 66 и 60% соответственно [18]. В 21% случаев выявлена продукция металло-β-лактамаз (МБЛ). Большинство продуцентов МБЛ, за исключением единичных изолятов, проявляли устойчивость ко всем антисинегнойным пенициллинам, ЦС, фторхинолонам и аминогликозидам, а также умеренную резистентность (45,6%) или резистентность (54,4%) к азтреонаму, очевидно, вследствие наличия множественных дополнительных факторов устойчивости [18].

В последние годы роль S. aureus в этиологии НИ, в т.ч. НП, несколько снижается, о чем свидетельствуют результаты эпидемиологических исследований [19]. С точки зрения выбора режимов АМТ ключевым считается доля изолятов S. aureus, резистентных к метициллину, определяющая также устойчивость к большинству β-лактамных АМП. Актуальной остается проблема риска распространения изолятов, не чувствительных к оксазолидинонам (линезолиду) и ванкомицину, включая MRSA с МПК (минимальная подавляющая концентрация) ванкомицина >2 мг/л, т.к. это может приводить к росту числа клинических неудач терапии НП.

По данным упомянутого ранее исследования МАРАФОН, наблюдается снижение удельного веса MRSA в структуре возбудителей НИ и как следствие – устойчивости к другим доступным антистафилококковым АМП [19, 20]. Аналогичная тенденция отмечена в других странах [21].

Микробиологическая диагностика при НП

Всем пациентам с вероятным/установленным диагнозом НП необходимы микробиологические исследования, направленные на идентификацию возбудителей [1].

При НП микробиологическая диагностика преследует несколько целей [6]:

  1. коррекция режима эмпирически назначенных АМП конкретному пациенту при клинической неэффективности или деэскалация АМТ, направленная на уменьшение селекции АБР и/или риска неблагоприятных последствий системной АМТ;
  2. оценка структуры возбудителей и их чувствительности к АМП для формирования рекомендаций по эмпирической АМТ на уровне стационара и его структурных подразделений;
  3. выявление внутрибольничных вспышек с целью приостановления их распространения и проведения последующей эффективной профилактики.

Клиническим материалом для микробиологического исследования при НП могут быть свободно отделяемая или индуцированная мокрота, трахеальный аспират, бронхоальвеолярный лаваж, образцы, полученные при бронхоскопии и защищенной браш-биопсии, плевральная жидкость и венозная кровь [1, 6, 22].

Информативность исследований при НП зависит от выбора надлежащего метода. Основополагающая роль в этиологической диагностике НП по-прежнему отводится культуральному исследованию, предполагающему посев на селективные и дифференциально-диагностические среды и последующую идентификацию выделенных возбудителей различными методами (биохимические тесты, времяпролетная масс-спектрометрия) [1, 22].

Неотъемлемой составляющей достоверной и качественной культуральной диагностики служит соблюдение требований как преаналитического, так и аналитического этапов исследования (сбор, хранение, транспортировка клинических образцов). Получение клинического материала для культурального исследования должно производиться как можно в более ранние сроки с момента верификации диагноза и до назначения АМТ [22]. Первым и обязательным компонентом аналитического этапа исследования мокроты является микроскопия мазка, окрашенного по Граму, которая проводится с целью оценки качества образца и пригодности его для дальнейшего посева на питательные среды [22]. Этиологический диагноз при культуральном исследовании образцов мокроты считается достоверным только в случае обнаружения облигатных патогенов [6]. При выделении условно-патогенных микроорганизмов, к которым относят подавляющее большинство возбудителей НП, включая энтеробактерии, S. aureus и неферментирующие бактерии, этиологическое значение определяется по совокупности результатов культурального исследования и микроскопии мазка, окрашенного по Граму, а также данных клинической картины заболевания. При оценке инвазивных респираторных образцов большое значение приобретает микробная нагрузк: клинически значимыми считаются микроорганизмы, выделенные из бронхоальвеолярного лаважа в количестве >104 КОЕ/мл, из биоптата, полученного с помощью защищенных щеток, – >103 КОЕ/мл [22]. Для культурального исследования крови предпочтительно использование коммерческих флаконов с питательными средами и получение не менее 2 образцов венозной крови с интервалом 20–30 минут из различных периферических вен [1, 22].

Важным преимуществом культурального метода исследования является получение жизнеспособной культуры предполагаемого возбудителя и возможность определения его чувствительности к АМП. Планирование режимов эмпирической АМТ НП предполагает динамическое наблюдение за АБР энтеробактерий, P. aeruginosa, Acinetobacter spp. и S. aureus. Опираясь на национальные клинические рекомендации по НП, у энтеробактерий необходимо оценивать чувствительность к следующим АМП: карбапенемам (минимум к имипенему и меропенему, при ранней НП – к эртапенему, пиперациллину/тазобактаму), полимиксинам (колистину, полимиксину В), ЦС III–IV поколений (фенотипический тест на продукцию БЛРС), фторхинолонам (ципрофлоксацину или левофлоксацину), аминогликозидам (амикацину и нетилмицину), тигециклину, ко-тримоксазолу, фосфомицину. Для микроорганизмов, продуцирующих хромосомные β-лактамазы (Enterobacter spp., Morganella spp., Serratia spp.), дополнительно целесообразно определять чувствительность к ЦС IV поколения (цефепиму). При обнаружении сниженной чувствительности исследуемого изолята как минимум к одному из ЦС рекомендуется выполнить дополнительное исследование с целью выявления возможной продукции БЛРС, а при обнаружении пониженной чувствительности хотя бы к одному из карбапенемов – продукции карбапенемаз [1, 23].

Для P. aeruginosa актуально определение чувствительности к ЦС III–IV поколений с антисинегнойной активностью (цефтазидиму и цефепиму), карбапенемам с антисинегнойной активностью (как минимум к имипенему и меропенему), пиперациллину/тазобактаму, фторхинолонам с антисинегнойной активностью (ципрофлоксацину или левофлоксацину), аминогликозидам (гентамицину, амикацину, нетилмицину), полимиксинам (колистину и полимиксину В) [1, 23].

Для адекватной терапии НП, вызванной Acinetobacter spp., следует определять устойчивость к карбапенемам (имипенему, меропенему, дорипенему: рекомендуется определять чувствительность к каждому из этих АМП), ЦС III–IV поколений (цефтазидиму и цефепиму), сульбактамсодержащим β-лактамам (ампициллин/ сульбактам; для оценки чувствительности к цефоперазону/сульбактаму можно ориентироваться на результаты определения чувствительности к ампициллину/сульбактаму), фторхинолонам (ципрофлоксацину или левофлоксацину), аминогликозидам (гентамицину, амикацину, нетилмицину), ко-тримоксазолу, полимиксинам (колистину и полимиксину В), тигециклину [1, 23]. S. aureus служит определение чувствительности к цефокситину или оксациллину [6]. Для подтверждения инфицирования MRSA разработаны коммерческие тест-системы, позволяющие определить наличие гена mecA при помощи полимеразной цепной реакции (ПЦР) как у выделенного изолята, так и непосредственно в клиническом материале [24]. При использовании ванкомицина в терапии НП обязательно определение МПК этого препарата [1].

В этиологической диагностике НП, вызванной некоторыми бактериальными возбудителями (например, L. pneumophila) и респираторными вирусами, могут использоваться и другие методы: иммуносерологические, методы амплификации нуклеиновых кислот (МАНК), однако их ценность в реальной клинической практике остается низкой ввиду незначительного вклада этой группы микроорганизмов в этиологию заболевания у пациентов без выраженного иммунодефицита.

Возможности применения молекулярных методов при диагностике НП

В условиях широкого распространения различных механизмов приобретенной резистентности к АМП у основных возбудителей НП, их комбинаций, приводящих к проявлению фенотипов поли- и экстремальной резистентности, критически важно быстрое и эффективное выявление возбудителей инфекции и маркеров их АБР для своевременного назначения адекватной терапии. Эти факторы обусловливают значимость современных молекулярных методов лабораторной диагностики, позволяющих проводить ускоренное выявление как возбудителей НП, так и генетических детерминант их АБР. К основным молекулярным методам относятся МАНК, включающие ПЦР с детекцией в режиме реального времени (ПЦР-РВ) и ПЦР с последующим секвенированием продуктов амплификации, методы высокопроизводительного секвенирования или секвенирования нового поколения (NGS – next-generation sequeincing) и метод MALDI-TOF масс-спектрометрии.

Последний названный метод в настоящее время применяется в практике микробиологических лабораторий главным образом для видовой идентификации выделенных с помощью бактериологического посева культур микроорганизмов. Кроме того, он позволяет выявлять у штаммов некоторые механизмы резистентности, обусловленные ферментативной модификацией антибиотика, в частности продукцию приобретенных карбапенемаз (такие методики выполняются в референсных лабораториях). Методы секвенирования нового поколения (NGS), активно используемые в научных исследованиях, в перспективе будут внедряться и в практику лабораторной диагностики инфекций, позволяя получать максимально полную генетическую информацию о возбудителе инфекции, включая анализ максимально широкого спектра маркеров АБР и факторов патогенности микроорганизма [25, 26].

В настоящее время среди молекулярных методов наиболее широкое применение в лабораторной диагностике получил метод ПЦР-РВ, позволяющий максимально сократить время получения результатов исследования (до 2–3 часов), проводить анализ нативных образцов биологического материала (без стадии культивирования микроорганизмов), обеспечивать высокую аналитическую чувствительность и специфичность.

Зарубежные производители реагентов и систем на основе МАНК предлагают различные решения для выявления возбудителей НИ и основных маркеров их АБР. К примерам таких коммерчески доступных панелей тестов относятся FILMARRAY Blood Culture Identification Panel (BioFire Diagnostics/bioMérieux, Франция), VERIGENE® Gram-Negative Blood Culture test и Gram-Positive Blood Culture test (Luminex, США), Unyvero® BCU Panel (Curetis, Германия), Хpert® Carba-R и Xpert® MRSA/SA BC (Cepheid, США) и ряд других [27–29]. Большинство из названных диагностических панелей предназначено для анализа культур микроорганизмов, полученных при бактериологическом посеве биоматериала, включая гемокультуры.

Для выявления приоритетно значимых генов АБР с помощью МАНК с детекцией в режиме реального времени существуют такие тесты, как Сheck-MDR Carba, Сheck-MDR ESBL (Сheck-Points, Нидерланды), Хpert® Carba-R (Cepheid), и основанные на изотермической амплификации методом LAMP Eazyplex® SuperBug complete, Eazyplex® MRSA и VRE (AmplexDiagnostics GmbH, Германия). На основе ПЦР и лигирования-ПЦР с детекцией продуктов амплификации путем гибридизации на микрочипах действуют тесты Сheck-MDR CT-102 и CT-103XL (Сheck-Points), направленные на детекцию основных групп генов карбапенемаз и широкого спектра генов БЛРС в культурах бактерий, выделенных при посеве. Кроме того, представлен ряд скрининговых тестов для выявления колонизации слизистых оболочек кишечника или ротоглотки приоритетно-значимыми микроорганизмами, например, у пациентов ОРИТ. Такие тесты позволяют проводить анализ ректальных мазков для выявления энтеробактерий, обладающих генами приобретенных карбапенемаз, – Хpert® Carba-R (Cepheid, США), Сheck-Direct CPE (Сheck-Points), или анализ назофарингеальных мазков для выявления MRSA – Xpert® MRSA/SA Nasal (Cepheid).

Для диагностики НП и тяжелой ВП на основе мультиплексной ПЦР разработана панель диагностических тестов Unyvero® HPN Panel (Curetis, Германия), которая позволяет проводить анализ биоматериала в полностью автоматизированном формате в едином картридже с помощью соответствующей системы Unyvero A50. Данная панель тестов обеспечивает выявление широкого спектра бактериальных возбудителей НП и ВП, включая A. baumannii complex, K. pneumoniae, E. coli, некоторые другие виды энтеробактерий, P. aeruginosa, S. aureus, S. pneumoniae, L. pneumophila и некоторые другие (в целом 21 вид/группа микроорганизмов) и одновременно позволяет выявлять спектр наиболее значимых генетических детерминант АБР – гены карбапенемаз групп KPC, OXA-48-подобных, OXA-23-, OXA-24/40- и OXA-58-подобных и МБЛ групп VIM, NDM и IMP, гены БЛРС группы CTX-M, гены mecA и mecC – детерминанты MRSA, а также две основные мутации в гене gyrA, вызывающие устойчивость к фторхинолонам у основных видов энтеробактерий. Анализируемый биоматериал – трахеальный аспират или бронхоальвеолярный лаваж. Панель тестов Unyvero® HPN зарегистрирована в Европе, США, РФ. Результаты многоцентрового исследования, в котором оценивался прототип данной диагностической панели, показали ее достаточно высокую эффективность для раннего выявления основных возбудителей НП. Время получения результатов с ее помощью составило 4–6 часов, что в среднем на 38,3 часа опередило результаты культурального исследования. Показатели диагностической чувствительности и специфичности по отношению к стандартному бактериологическому исследованию в этиологической диагностике НП составили 78,7% (95% доверительный интервал [ДИ] – 72,1–84,0%) и 96,6% соответственно (95% ДИ – 96,1–97,0%) [30]. В более позднем исследовании с использованием серийно произведенной панели HPN получены сходные диагностические показатели чувствительности и специфичности – 73,1 и 97,9% – по сравнению с бактериологическим исследованием при анализе биоматериала из нижних дыхательных путей, полученного от детей и новорожденных. Конкордантность результатов выявления генетических детерминант резистентности с результатами антибиотикограмм, по данным исследования, составила 75% [31].

Использование автоматизированных диагностических систем на основе МАНК в практике диагностических лабораторий удобно и эффективно. Однако высокая стоимость автоматизированных систем и наборов реагентов зарубежного производства делает их недоступными для широкого применения в лечебных учреждениях РФ. Кроме того, лишь некоторые из зарубежных тест-систем зарегистрированы в настоящее время в РФ. Очевидно, что для более качественной и своевременной этиологической диагностики НИ актуально более широкое внедрение в работу клинических лабораторий отечественных методик и наборов реагентов. Работа в этом направлении проводится в ряде крупных научно-исследовательских учреждений России. Так, в ЦНИИ эпидемиологии Роспотребнадзора разработаны и внедрены в производство наборы реагентов для выявления ряда приоритетно значимых механизмов резистентности к АМП возбудителей НИ: наборы для выявления генов карбапенемаз пяти основных распространенных групп – KPC, OXA-48-подобных и МБЛ групп VIM, NDM и IMP («АмплиСенс® MDR MBL-FL» и «АмплиСенс® MDR KPC/OXA-48-FL») – и набор для выявления генов метициллинорезистентных стафилококков («АмплиСенс® MRSA-cкрин-титр-FL») на основе мультиплексной ПЦР-РВ. Названные наборы реагентов зарегистрированы Росздравнадзором и уже около 5 лет используются в практике в ряде крупных лечебных и научно-исследовательских учреждений здравоохранения различных регионов РФ. В том числе эти ПЦР-тесты применялись для выявления генов карбапенемаз у нозокомиальных штаммов энтеробактерий и синегнойной палочки при проведении многоцентрового исследования МАРАФОН. Наборы реагентов для выявления спектра генетических маркеров АБР возбудителей НИ с помощью ПЦР-РВ, предназначенные для использования в научных исследованиях, разработаны и выпускаются научно-производственной компанией «Литех». Соответствующие тесты включают выявление генов приобретенных карбапенемаз групп VIM, NDM, KPC, OXA-48, OXA-23- и OXA-40-подобных, генов БЛРС группы CTX-M, генов mecA, vanA и vanB (генетические детерминанты резистентности энтерококков к гликопептидам).

В ЦНИИ эпидемиологии разработана методика на основе мультиплексной ПЦР-РВ для выявления спектра основных возбудителей НИ, включающая идентификацию ДНК A. baumannii, K. pneumoniae, P. aeruginosa, E. coli и S. aureus, Staphylococcus spp., Streptococcus spp. и ДНК Enterobacterales. Одновременно разработан набор реагентов на основе ПЦР-РВ для мультиплексной детекции генов OXA-карбапенемаз групп OXA-23, OXA-24/40- и OXA-58-подобных, характерных для A. baumannii complex, и набор для детекции генов БЛРС наиболее распространенной группы CTX-M. Объединенная методика, включающая все перечисленные выше тесты для выявления ДНК основных видов и групп возбудителей НИ и приоритетно значимых генетических детерминант АБР (генов приобретенных карбапенемаз, БЛРС группы CTX-M и маркеров метициллинорезистентных стафилококков – MRSA и MRCNS), разработанные в ЦНИИ эпидемиологии, применяется в ряде исследований. В частности, показана эффективность данной методики в этиологической диагностике послеоперационных менингитов у нейрохирургических больных: получен высокий показатель общей конкордантности (95,4%) результатов выявления возбудителей инфекции при анализе образцов нативного ликвора с результатами бактериологического исследования, выполняемого с использованием автоматизированных систем BACTEC-FX и Vitek 2 [32]. В настоящее время проводится исследование, направленное на оценку эффективности применения данной методики для диагностики НП у пациентов многопрофильного стационара и изучение влияния раннего выявления маркеров АБР возбудителей НП методом ПЦР на сроки назначения адекватной АМТ.

В последние годы помимо наиболее широко используемого в практике метода ПЦР для разработки диагностических тестов применяются и более новые и быстрые методы изотермической амплификации нуклеиновых кислот, к основным из них относятся петлевая изотермическая амплификация (или амплификация, опосредованная образованием петли) LAMP [33], хеликазазависимая амлификация HAD [34] и рекомбиназная полимеразная амплификация RPA [35]. К преимуществам таких методов, использующих отличные от ПЦР механизмы амплификации ДНК, относятся быстрота получения результатов (время анализа может быть сокращено до 20–60 минут), повышенная устойчивость к присутствующим в биоматериале ингибирующим реакцию веществам, максимально упрощенное оборудование для проведения реакции. Это позволяет значительно упростить процедуру анализа, сделать ее более доступной для использования в различных лечебных учреждениях и приблизить к формату тестов «у постели больного» («point-of-care» тесты) [33–36]. Использование таких подходов открывает новые широкие перспективы для применения МАНК в диагностике НП и других НИ.

Список литературы

1. Нозокомиальная пневмония у взрослых. Российские национальные рекомендации. Под ред. Б.Р. Гельфанда, отв. ред. Д.Н. Проценко, Б.З. Белоцерковский. 2-е изд., перераб. и доп. М., 2016. 176 с.

2. Kollef M., Hamilton С., Ernst F. Economic impact of ventilator-associated pneumonia in large matched cohort. Infect Control Hosp Epidemiol. 2012;3:250–56. Doi: 10.1086/664049.

3. Melsen W.G., Rovers M.M., Koeman M., et al. Estimating the attributable mortality of ventilator-associated pneumonia from randomized prevention studies. Critical Care Med. 2011;39(12):2736–42. Doi: 10.1097/CCM.0b013e3182281f33.

4. Brito V., Niederman M.S. Healthcare-associated pneumonia is a heterogeneous disease, and all patients do not need the same broad-spectrum antibiotic therapy as complex nosocomial pneumonia. Curr Opin Inf Dis. 2009;22(3):316–25. Doi:10.1097/QCO.0b013e328329fa4e.

5. Torres A., Niederman M.S., Chastre J. International ERS/ESICM/ESCMID/ALAT guidelines for the management of hospital-acquired pneumonia and ventilator-associated pneumonia. Eur Respir J. 2017;50(3); pii:1700582. Doi: 10.1183/13993003.00582-2017.

6. Рачина С.А., Сухорукова М.В., Петров А.А. и др. Особенности этиологии и микробиологическая диагностика при нозокомиальной пневмонии у взрослых. Практическая пульмонология 2017;4:45–51.

7. Barbier F., Andremont A., Wolff M., et al. Hospital-acquired pneumonia and ventilator-associated pneumonia: recent advances in epidemiology and management.. Curr Opin Pulm. Med 2013;19:216–28. Doi: 10.1097/MCP.0b013e32835f27be.

8. Kalil A.C., Metersky M.L., Klompas M., et al. Management of Adults With Hospital-acquired and Ventilator-associated Pneumonia: 2016 Clinical Practice Guidelines by the Infectious Diseases Society of America and the American Thoracic Society. Clin Inf Dis. 2016;3(5):61–111.

9. Petrov A., Quintana W., Mosquera P., et al. Etiology of nosocomial pneumonia in multidisciplinary hospital. Eur Respir J. 2018;52:PA1963. Doi: 10.1183/13993003.congress-2018.PA1963.

10. Яковлев С.В., Суворова М.П., Белобородов В.Б.и др. Распространенность и клиническое значение нозокомиальных инфекций в лечебных учреждениях России: исследование ЭРГИНИ. Антибиотики и химиотерапия 2016;61(5–6):32–42.

11. Диагностика и лечение микозов в отделениях реанимации и интенсивной терапии. Pоссийские рекомендации. Отв. ред.Н.Н. Климко. 2-е изд., перераб. и доп. М., 2015. 96 с.

12. Сухорукова М.В., Эйдельштейн М.В., Склеенова Е.Ю. и др. Антибиотикорезистентность нозокомиальных штаммов Enterobacteriaceae в стационарах России: результаты многоцентрового эпидемиологического исследования МАРАФОН-2013–2014. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия 2017;19(1):49–56.

13. Assimakopoulos S.F., Karamouzos V., Lefkaditi A., et al. Triple combination therapy with high-dose ampicillin/sulbactam, high-dose tigecycline and colistin in the treatment of ventilator-associated pneumonia caused by pan-drug resistant Acinetobacter baumannii: a case series study. Infez Med. 2019;27(1):11–6.

14. Сухорукова М.В., Эйдельштейн М.В., Склеенова Е.Ю. и др. Антибиотикорезистентность нозокомиальных штаммов Acinetobacter spp. в стационарах России: результаты многоцентрового эпидемиологического исследования МАРАФОН-2013–2014. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2017;19(1):42–8.

15. Skleenova E., Sukhorukova M., Timokhova A.,et al. Sharp increase in carbapenem-non-susceptibility and carbapenemase production rates in nosocomial Gram-negative bacteria in Russia over the last decade. Proceedings of 53rd Interscience Conference on Antimicrobial Agents and Chemotherapy (ICAAC), 2012,Denver, CO, USA.

16. Мартинович А.А. Динамика антибиотикорезистентности и эпидемиология инфекций, вызванных Acinetobacter spp., в России. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2010;12:96–105.

17. Суворова М.П., Яковлев С.В., Басин Е.Е. и др. Современные рекомендации по антибактериальной терапии нозокомиальной пневмонии в ОРИТ на основании многоцентрового мониторинга возбудителей и резистентности в лечебно-профилактических учреждениях России. Фарматека. 2015;14(307):46–50.

18. Эйдельштейн М.В., Сухорукова М.В., Склеенова Е.Ю. и др. Антибиотикорезистентность нозокомиальных штаммов Pseudomonas aeruginosa в стационарах России: результаты многоцентрового эпидемиологического исследования МАРАФОН 2013–2014. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2017;19(1):37–41.

19. Романов А.В., Дехнич А.В., Сухорукова М.В. и др. Антибиотикорезистентность нозокомиальных штаммов Staphylococcus aureus в стационарах России: результаты многоцентрового эпидемиологического исследования МАРАФОН-2013–2014. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2017;19(1):57–62.

20. Сухорукова М.В., Склеенова Е.Ю., Иванчик Н.В.и др. Антибиотикорезистентность нозокомиальных штаммов Staphylococcus aureus в стационарах России: результаты многоцентрового эпидемиологического исследования МАРАФОН в 2011–2012 гг. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия.2014;16:280–86.

21. Pastuović T., Perić M., Bosnjak Z., et al. Methicillin-resistant Staphylococcus aureus in North-east Croatia. Acta Med Acad. 2015;44:10–7.

22. Garcia L.S., Isenberg H.D. Clinical microbiology procedures handbook. 3rd ed. 3 Vol. set. Washington, DC: ASM Press; 2010.

23. Определение чувствительности микроорганизмов к антимикробным препаратам. Клинические рекомендации. Версия 2018-03.

24. Романов А.В., Дехнич А.В. Типирование MRSA: какие методы являются оптимальными для решения различных задач? Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2011;13:168–76. [Romanov A.V., Dekhnich A.V.Typing MRSA: which methods are optimal for solving various problems? Klinicheskaya mikrobiologiya i antimikrobnaya khimioterapiya. 2011;13:168–76.

25. Dunne W.M. Jr, Jaillard M., Rochas O., et al. Microbial genomics and antimicrobial susceptibility testing. Exp Rev Mol Diagn. 2017;17(3):257–69.

26. Ellington M.J., Ekelund O., Aarestrup F.M., et al. The role of whole genome sequencing in antimicrobial susceptibility testing of bacteria: report from the EUCAST Subcommittee. Clin Microbiol Infect. 2017;23(1):2–22. Doi:10.1016/j.cmi.2016.11.012

27. Traczewski M.M., Carretto E., Moore N.M.; eCarba-RStudy Team. Multicenter Evaluation of the Xpert Carba-R Assay for Detection of Carbapenemase Genes in Gram-Negative Isolates. J Clin Microbiol. 2018;56(8):e00272–18.

28. Kim S.Y., Park J.S., Hong Y.J., et al. Microarray-Based Nucleic Acid Assay and MALDI-TOF MS Analysis for the Detection of Gram-Negative Bacteria in Direct Blood Cultures. Am J Clin Pathol. 2019;151(2):143–53.

29. Pardo J., Klinker K.P., Borgert S.J., et al. Clinical and Economic Impact of Antimicrobial Stewardship Interventions With the FilmArray® Blood Culture Identification Panel. Diagn Microbiol Infect Dis. 2016;84(2):159–64. Doi 10.1016/j.diagmicrobio.2015.10.023.

30. Schulte B., Eickmeyer H., Heininger A., et al. Detection of pneumonia associated pathogens using a prototype multiplexed pneumonia test in hospitalized patients with severe pneumonia. PLOS One. 2014;9(11):e11056. Doi: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0110566.

31. Papan C., Meyer-Buehn M., Laniado G., et al. Assessment of the multiplex PCR-based assay Unyvero pneumonia application for detection of bacterial pathogens and antibiotic resistance genes in children and neonates. Infection. 2018;46(2):189–96. DOI: 10.1007/s15010-017-1088-y.

32. Савочкина Ю.А., Александрова И.А., Ершова О.Н.и др. Использование молекулярно-генетических методов в этиологической диагностике бактериальных менингитов у нейрохирургических больных. XVII Международный конгресс по антимикробной терапии 20–22 мая 2015, Москва.

33. Wong Y.-P., Othman S., Lau Y.-L., et al. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP): a versatile technique for detection of micro-organisms. J Appl Microbiol. 2018;124(3):626–43. Doi: 10.1111/jam.13647.

34. Barreda-Garcia S., Miranda-Castro R., de-Los-Santos-Alvarez N., et al. Helicase-dependent isothermal amplification: a novel tool in the development of molecular-based analytical systems for rapid pathogen detection. An Bioanal Chem. 2018;410:679–93. Doi: http://dx.doi.org/10.1007/s00216-017-0620-3

35. Li J., Macdonald J., van Stetten F. Review: a comprehensive summary of a decade development of the recombinase polymerase amplification. Analyst. 2019;144:31–67.

36. Mayboroda O., Katakis I., O’Sullivan C.K. Multiplexed isothermal nucleic acid amplification. Anal Biochem. 2018;545:20–30. Doi: https://doi.org/10.1016/j.ab.2018.01.005.

Об авторах / Для корреспонденции

Автор для связи: С.А. Рачина, д.м.н., доцент кафедры клинической фармакологии, Смоленский государственный медицинский университет, Смоленск, Россия; e-mail: svetlana.ratchina@antibiotic.ru; Адрес: 214019, Россия, Смоленск, ул. Крупской, 28

ORCID:
С.А. Рачина https://orcid.org/0000-0002-3329-7876 
Ю.А. Янович https://orcid.org/0000-0003-2942-7502 
Ю.А. Савочкина https://orcid.org/0000-0003-2313-0521 
М.В. Вацик https://orcid.org/0000-0001-9806-4464 

Нет комментариев

Комментариев: 0

Вы не можете оставлять комментарии
Пожалуйста, авторизуйтесь