По результатам интегративных исследований с участием мышей и людей ANGPT1 и ZBTB7C являются генами, повышающими предрасположенность к ишемическому повреждению

30.03.2016
490

Department of Neurosurgery and Channing Division of Network Medicine, Department of Medicine, Brigham and Women’s Hospital, Boston, MA; Department of Neurology, Massachusetts General Hospital, Boston; Department of Neurology and Psychiatry, Sapienza University of Rome, Rome, Italy; Department of Chemical Biology, Northwest Agriculture and Forestry University, Shaanxi, People’s Republic of China; Department of Neurosurgery, China-Japan Friendship Hospital, Beijing, People’s Republic of China; The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME; Division of Pulmonary, Allergy, and Critical Care Medicine, Department of Medicine and Department of Neurosurgery, University of Pittsburgh School of Medicine, PA; Quinnipiac University Frank H. Netter, MD School of Medicine, Hamden, CT; University of Massachusetts Medical School, Worcester; and Department of Neurology, Warren Alpert Medical School of Brown University, Providence, RI

Предпосылки и цель исследования. На степень ишемического повреждения в ответ на церебральную ишемию, как известно, влияет состояние сосудов. Тем не менее недостаточно хорошо изучены несосудистые и динамические сосудистые реакции и их генетические основы. Методы. Мы провели исследование полногеномной ассоциации с участием 235 мышей из 33 инбредных штаммов с использованием модели окклюзии средней мозговой артерии. Структуру популяции и генетическое родство учитывали с использованием эффективного метода объединения смешанных моделей. Человеческие ортологи к генам, ассоциированным со значимыми и предположительными однонуклеотидными полиморфизмами по результатам исследования среди штаммов мышей, изучали у пациентов с окклюзией М1 сегмента средней мозговой артерии, поступивших на лечение с признаками и симптомами острого ишемического инсульта. Результаты.­
Мы выявили 4 полногеномных значимых и предположительных однонуклеотидных полиморфизма, ассоциированных с объемом очага инфаркта у мышей (rs3694965, р=2,17×10-7; rs31924033, р=5,61×10-6; rs32249495, р=2,08×10-7; rs3677406, р=9,56×10-6). rs32249495, который соответствует ангиопоэтину-1 (ANGPT1), также имеет значимость в рецессивной модели у человека, тогда как rs1944577, соответствующий ZBTB7C, был номинально значимым в аддитивной и доминатной генетических моделях у людей. Было показано, что ZBTB7C активируется в эндотелиальных клетках в моделях ишемии in vitro и in vivo. Выводы. Генетические вариации ANGPT1 и ZBTB7C ассоциированы с увеличением размера очага инфаркта у мышей и людей. ZBTB7C способен модулировать реакцию на ишемию посредством апоптоза нейронов и динамической коллатерализации и в совокупности с ANGPT1 может служить в качестве потенциальной новой мишени для лечения церебральной ишемии.

Церебральная ишемия остается серьезной проблемой общественного здравоохранения, ежегодно ­во всем мире регистрируют >20 млн случаев инсульта, что делает его третьей ведущей причиной смерти [2] и ведущей причиной инвалидности у взрослых [1]. Общеизвестно, что размер очага инфаркта головного мозга после ишемического инсульта (ИИ) зависит ­от степени коллатерализации сосудов. Влияние состояния сосудов на объем очага инфаркта было показано в моделях инсульта у грызунов, в которых у различных штаммов мышей регистрировали различные объемы инфаркта головного мозга после окклюзии средней мозговой артерии – ОСМА [3]. В исследовании ­с участием нескольких штаммов мышей показали, что замкнутость Виллизиева круга, в частности наличие P1 сегмента задней мозговой артерии (ЗМА), влияет на степень церебральной перфузии и размер инфаркта после ОСМА [4, 5]. Также было продемонстрировано, что размер очага инфаркта зависит от наличия нативных пиальных коллатералей [6]. Однако существуют ­и другие факторы, кроме состояния нативных сосудов, модулирующие степень ишемического повреждения. Одним из этих компонентов является динамическое ремоделирование сосудов, происходящее при ишемическом повреждении [7]. Совсем недавно было показано, что различия в объемах очагов ишемического повреждения у разных штаммов мышей в моделях окклюзии дистального сегмента средней мозговой артерии (СМА) связаны с генетическими вариациями интегрина альфа-L, независимо от наличия коллатералей [8, 9]. В настоящем исследовании мы использовали модель проксимальной ОСМА у 235 мышей из 33 инбредных штаммов для изучения генетической основы реакции на ишемию. В этом исследовании мы продемонстрировали, что анатомия крупных сосудов недостоверно коррелирует с размером очага инфаркта мозга. Благодаря интеграции результатов исследования штаммов и результатов исследований среди людей мы выявили, что ANGPT1 и ZBTB7C являются генами, повышающими предрасположенность к развитию ишемического повреждения.

МЕТОДЫ

Модель ОСМА

Тридцать три инбредных штамма мышей приобрели в лаборатории Jackson Laboratory (таблица 1). В произвольном порядке выполнили модель перманентной ОСМА у 5–25 мышей каждого штамма (всего 235 мышей). Для модели ОСМА использовали самцов мышей в возрасте от 8 до 10 недель (14–45 г). Модель ОСМА выполняли описанным ранее методом [10], детальное описание которого доступно в дополнительных данных on-line. Число мышей каждого штамма, исключенное из анализа по причине неудачной операции или смерти, представлено в таблице I в дополнительных данных on-line. Физиологические параметры каждого штамма мышей подробно описаны в таблице II в дополнительных данных on-line. При содержании животных и проведении экспериментов соблюдали стандарты и правила Комитета по уходу и использованию лабораторных животных нашего учреждения.

Вещество головного мозга разрезали на коронарные срезы толщиной 1 мм с использованием специальной матрицы и инкубировали в 2% растворе хлористого трифенилтетразолинхлорида (Sigma, Сент Луис,­ Миссури) при комнатной температуре в течение ­ 15 минут.­ Общий объем очага инфаркта рассчитывал путем суммирования площадей очагов инфарктов во всех срезах исследователь, ослепленный относительно генетических данных на момент измерения. Косвенный метод Swanson [11] использовали в случае, когда относительный объем очага ишемического повреждения рассчитывали как: (объем контралатерального полушария-объем интактного вещества мозга ипсилатерального полушария)/объем контралатерального полушария.

Оценка состояния Виллизиева круга

Виллизиев круг визуализировали с использованием перфузии Китайской тушью, как было описано ранее [12]­ и детализировано в дополнительных данных on-line.­

Эту процедуру выполнили у мышей 13 штаммов: 129S1/SvImJ, A/J, BALB/cJ, BTBR T+ tf/J, C57BL/10J, C57BL/6J, C57BLKS/J, C57L/J, DBA2/J, KK/HlJ, ­NOD/LtJ, P/J и SWR/J. Использовали от 4 до 7 животных каждого штамма. Отношение диаметра P1 сегмента левой ЗМА к диаметру ВСА в зоне ее бифуркации измеряли с помощью программного обеспечения ImageJ 1.43 (Национальные институты здравоохранения).

Анализ полногеномных ассоциаций

Картирование полногеномных ассоциаций с характеристиками инфаркта мозга как фенотипа проводили в 33 инбредных штаммах мышей с использованием R пакета и emma, когда эффективный метод объединения смешанных моделей использовали для корректировки структуры популяции и генетического родства у инбредных мышей [13]. Применяли наборы Broad mouse HapMap SNP, содержащие 132 285 однонуклеотидных полиморфизмов (ОНП) (http://www.broadinstitute.org/mouse/hapmap/, http://mouse.cs.ucla.edu/mousehapmap/emma.html).

Используя R пакет nortest [14], тест нормальности Андерсона–Дарлинга применяли для оценки нормальности распределения значений объемов очагов инфарктов мозга. Значения р скорректировали для множественного сравнения с помощью алгоритма частоты ложного обнаружения по Бенджамини и Хосбергу [15] (значения Q). ОНП с р

Ассоциированные ген...

Список литературы

  1. Bakhai A. The burden of coronary, cerebrovascular and peripheral arterial disease. Pharmacoeconomics. 2004;22(suppl 4):11–18.
  2. Johnston S.C. The 2008 William M. Feinberg lecture: prioritizing stroke research. Stroke. 2008;39:3431–3436. doi: 10.1161/STROKEAHA.108.525584.
  3. Yang G., Kitagawa K., Matsushita K., Mabuchi T., Yagita Y., Yanagihara T., et al. C57BL/6 strain is most susceptible to cerebral ischemia following bilateral common carotid occlusion among seven mouse strains: selective neuronal death in the murine transient forebrain ischemia. Brain Res. 1997;752:209–218.
  4. Fujii M., Hara H., Meng W., Vonsattel J.P., Huang Z., Moskowitz M.A. Strain-related differences in susceptibility to transient forebrain ischemia in SV-129 and C57black/6 mice. Stroke. 1997;28:1805–1810, discussion 1811.
  5. Kitagawa K., Matsumoto M., Yang G., Mabuchi T., Yagita Y., Hori M., et al. Cerebral ischemia after bilateral carotid artery occlusion and intraluminal suture occlusion in mice: evaluation of the patency of the posterior communicating artery. J Cereb Blood Flow Metab. 1998;18:570–579. doi: 10.1097/00004647-199805000-00012.
  6. Zhang H., Prabhakar P., Sealock R., Faber J.E. Wide genetic variation in the native pial collateral circulation is a major determinant of variation in severity of stroke. J Cereb Blood Flow Metab. 2010;30:923–934. doi:10.1038/jcbfm.2010.10.
  7. Bailey A.M., O’Neill T.J. IV, Morris C.E., Peirce S.M. Arteriolar remodeling following ischemic injury extends from capillary to large arteriole in the microcirculation. Microcirculation. 2008;15:389–404. doi:10.1080/10739680701708436.
  8. Keum S., Lee H.K., Chu P.L., Kan M.J., Huang M.N., Gallione C.J., et al. Natural genetic variation of integrin alpha L (Itgal) modulates ischemic brain injury in stroke. PLoS Genet. 2013;9:e1003807. ­doi: 10.1371/journal. pgen.1003807.
  9. Keum S., Marchuk D.A. A locus mapping to mouse chromosome 7 determines infarct volume in a mouse model of ischemic stroke. Circ Cardiovasc Genet. 2009;2:591–598. doi: 10.1161/CIRCGENETICS.109.883231.
  10. Friedlander R.M., Gagliardini V., Hara H., Fink K.B., Li W., MacDonald G., et al. Expression of a dominant negative mutant of interleukin-1 beta converting enzyme in transgenic mice prevents neuronal cell death induced by trophic factor withdrawal and ischemic brain injury. J Exp Med. 1997;185:933–940.
  11. Swanson R.A., Sharp F.R. Infarct measurement methodology. J Cereb Blood Flow Metab. 1994;14:697–698. doi: 10.1038/jcbfm.1994.88.
  12. McGirt M.J., Lynch J.R., Parra A., Sheng H., Pearlstein R.D., Laskowitz D.T., et al. Simvastatin increases endothelial nitric oxide synthase and ameliorates cerebral vasospasm resulting from subarachnoid hemorrhage. Stroke. 2002;33:2950–2956.
  13. Kang H.M., Zaitlen N.A., Wade C.M., Kirby A., Heckerman D., Daly M.J., et al. Efficient control of population structure in model organism association mapping. Genetics. 2008;178:1709–1723. ­doi: 10.1534/genetics.107.080101.
  14. Gross J., Ligges U. Nortest: tests for normality. R package version 1.0–4. 2015. https://cran.r-project.org/web/packages/nortest/.
  15. Benjamini Y., Hochberg Y. Controlling the false discovery rate: ­a practical and powerful approach to multiple testing. J R Statist Soc B. 1995;57:289–300.
  16. Wang K., Li M., Bucan M. Pathway-based approaches for analysis ­of genomewide association studies. Am J Hum Genet. 2007;81:1278–1283. doi: 10.1086/522374.
  17. Durinck S., Spellman P.T., Birney E., Huber W. Mapping identifiers for the integration of genomic datasets with the R/Bioconductor package biomaRt. Nat Protoc. 2009;4:1184–1191. doi: 10.1038/nprot.2009.97.
  18. Smith W.S., Lev M.H., English J.D., Camargo E.C., Chou M., ­Johnston S.C., et al. Significance of large vessel intracranial occlusion causing acute ischemic stroke and TIA. Stroke. 2009;40:3834–3840. doi: 10.1161/STROKEAHA.109.561787.
  19. Ferguson K.J., Wardlaw J.M., Edmond C.L., Deary I.J., ­Maclullich A.M. Intracranial area: a validated method ­for estimating intracranial volume. J Neuroimaging. 2005;15:76–78. ­doi: 10.1177/1051228404270243.
  20. Gurol M.E., Irizarry M.C., Smith E.E., Raju S., Diaz-Arrastia R., Bottiglieri T., et al. Plasma beta-amyloid and white matter lesions ­in AD, MCI, and cerebral amyloid angiopathy. Neurology. 2006;66:23–29. doi:10.1212/01.wnl.0000191403.95453.6a.
  21. Ay H., Arsava E.M., Vangel M., Oner B., Zhu M., Wu O., et al. Interexaminer difference in infarct volume measurements on MRI: ­a source of variance in stroke research. Stroke. 2008;39:1171–1176. doi: 10.1161/STROKEAHA.107.502104.
  22. Purcell S., Neale B., Todd-Brown K., Thomas L., Ferreira M.A., Bender D., et al. PLINK: a tool set for whole-genome association and population-based linkage analyses. Am J Hum Genet. 2007;81:559–575. doi:10.1086/519795.
  23. Wang X., Figueroa B.E., Stavrovskaya I.G., Zhang Y., Sirianni A.C., Zhu S., et al. Methazolamide and melatonin inhibit mitochondrial cytochrome C release and are neuroprotective in experimental models of ischemic injury. Stroke. 2009;40:1877–1885. ­doi: 10.1161/STROKEAHA.108.540765.
  24. Du R., Lu K.V., Petritsch C., Liu P., Ganss R., Passegué E., et al. HIF1alpha induces the recruitment of bone marrow-derived vascular modulatory cells to regulate tumor angiogenesis and invasion. Cancer Cell. 2008;13:206–220. doi: 10.1016/j.ccr.2008.01.034.
  25. Du R., Petritsch C., Lu K., Liu P., Haller A., Ganss R., et al. Matrix metalloproteinase-2 regulates vascular patterning and growth affecting tumor cell survival and invasion in GBM. Neuro Oncol. 2008;10:254–264. doi:10.1215/15228517-2008-001.
  26. Kilarski L.L., Achterberg S., Devan W.J., Traylor M., Malik R., Lindgren A., et al; GARNET Collaborative Research Group, Wellcome Trust Case Control Consortium 2, Australian Stroke Genetic Collaborative, the METASTROKE Consortium, and the International Stroke Genetics Consortium. Meta-analysis in more than 17,900 cases ­of ischemic stroke reveals a novel association at 12q24.12. Neurology. 2014;83:678–685. doi: 10.1212/WNL.0000000000000707.
  27. Cotlarciuc I., Malik R., Holliday E.G., Ahmadi K.R., Par G., Psaty B.M., et al; METASTROKE and the International Stroke Genetics Consortium. Effect of genetic variants associated with plasma homocysteine levels on stroke risk. Stroke. 2014;45:1920–1924. doi: 10.1161/STROKEAHA.114.005208.
  28. Williams S.R., Yang Q., Chen F., Liu X., Keene K.L., Jacques P., et al; Genomics and Randomized Trials Network; Framingham Heart Study. Genome-wide meta-analysis of homocysteine and methionine metabolism identifies five one carbon metabolism loci and a novel association of ALDH1L1 with ischemic stroke. PLoS Genet. 2014;10:e1004214. doi:10.1371/journal.pgen.1004214.
  29. Traylor M., Farrall M., Holliday E.G., Sudlow C., Hopewell J.C., Cheng Y.C., et al; Australian Stroke Genetics Collaborative, Wellcome Trust Case Control Consortium 2 (WTCCC2); International Stroke Genetics Consortium. Genetic risk factors for ischaemic stroke and its subtypes (the METASTROKE collaboration): a meta-analysis ­of genome-wide association studies. Lancet Neurol. 2012;11:951–962. doi: 10.1016/S1474-4422(12)70234-X.
  30. Wang S., Zhang H., Dai X., Sealock R., Faber J.E. Genetic architecture underlying variation in extent and remodeling of the collateral circulation. Circ Res. 2010;107:558–568. doi: 10.1161/CIRCRESAHA.110.224634.
  31. Reuter S., Bartelmann M., Vogt M., Geisen C., Napierski I., Kahn T., ­et al.­ APM-1, a novel human gene, identified by aberrant co-transcription with papillomavirus oncogenes in a cervical carcinoma cell line, encodes a BTB/POZ-zinc finger protein with growth inhibitory activity. EMBO J. 1998;17:215–222. doi: 10.1093/emboj/17.1.215.
  32. Gilling M., Lind-Thomsen A., Mang Y., Bak M., Møller M., Ullmann R., et al. Biparental inheritance of chromosomal abnormalities in male twins with non-syndromic mental retardation. Eur J Med Genet. 2011;54:e383–e388. doi: 10.1016/j.ejmg.2011.03.008.
  33. Zhang Y., Chen K., Sloan S.A., Bennett M.L., Scholze A.R., O’Keeffe S., et al. An RNA-sequencing transcriptome and splicing database ­ of glia, neurons, and vascular cells of the cerebral cortex. J Neurosci. 2014;34:11929–11947. doi: 10.1523/JNEUROSCI.1860-14.2014.
  34. Harms C., Albrecht K., Harms U., Seidel K., Hauck L., Baldinger T., et al. Phosphatidylinositol 3-Akt-kinase-dependent phosphorylation of p21(Waf1/Cip1) as a novel mechanism of neuroprotection by glucocorticoids. J Neurosci. 2007;27:4562–4571. doi: 10.1523/JNEUROSCI.5110-06.2007.
  35. Shah Z.A., Li R.C., Ahmad A.S., Kensler T.W., Yamamoto M., Biswal S., et al. The flavanol (-)-epicatechin prevents stroke damage through the Nrf2/HO1 pathway. J Cereb Blood Flow Metab. 2010;30:1951–1961. doi:10.1038/jcbfm.2010.53.
  36. Ivashchenko C.Y., Bradley B.T., Ao Z., Leiper J., Vallance P., Johns D.G. Regulation of the ADMA-DDAH system in endothelial cells: ­a novel mechanism for the sterol response element binding proteins, SREBP1c and -2. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2010;298:H251–H258. doi:10.1152/ajpheart.00195.2009.
  37. Florczyk U., Jazwa A., Maleszewska M., Mendel M., Szade K., Kozakowska M., et al. Nrf2 regulates angiogenesis: effect ­on endothelial cells, bone marrow-derived proangiogenic cells and hind limb ischemia. Antioxid Redox Signal. 2014;20:1693–1708. doi: 10.1089/ars.2013.5219.
  38. Jeon B.N., Kim M.K., Choi W.I., Koh D.I., Hong S.Y., Kim K.S., et al.­ KR-POK interacts with p53 and represses its ability to activate transcription of p21WAF1/CDKN1A. Cancer Res. 2012;72:1137–1148. doi:10.1158/0008-5472.CAN-11-2433.
  39. Mallick S., D’Mello S.R. JAZ (Znf346), a SIRT1-interacting protein, protects neurons by stimulating p21 (WAF/CIP1) protein expression. J Biol Chem. 2014;289:35409–35420. doi: 10.1074/jbc.M114.597575.
  40. Langley B., D’Annibale M.A., Suh K., Ayoub I., Tolhurst A., Bastan B., et al. Pulse inhibition of histone deacetylases induces complete resistance to oxidative death in cortical neurons without toxicity and reveals a role for cytoplasmic p21(waf1/cip1) in cell cycle-independent neuroprotection. J Neurosci. 2008;28:163–176. ­doi: 10.1523/JNEUROSCI.3200-07.2008.
  41. Villeneuve N.F., Sun Z., Chen W., Zhang D.D. Nrf2 and p21 regulate the fine balance between life and death by controlling ROS levels. Cell Cycle. 2009;8:3255–3256.
  42. Jeon B.N., Kim Y.S., Choi W.I., Koh D.I., Kim M.K., Yoon J.H., et al. Kr-pok increases FASN expression by modulating the DNA binding of SREBP-1c and Sp1 at the proximal promoter. J Lipid Res. 2012;53:755–766. doi: 10.1194/jlr.M022178.
  43. Horton B.N., Solanki R.B., Rajneesh K.F., Kulesza P., Ardelt A.A. Localization of angiopoietin-1 and Tie2 immunoreactivity ­in rodent ependyma and adjacent blood vessels suggests functional relationships. J Histochem Cytochem. 2010;58:53–60. ­doi: 10.1369/jhc.2009.954610.
  44. Hori S., Ohtsuki S., Hosoya K., Nakashima E., Terasaki T. A pericyte-derived angiopoietin-1 multimeric complex induces occludin gene expression in brain capillary endothelial cells through Tie-2 activation in vitro. J Neurochem. 2004;89:503–513. doi: 10.1111/j.1471-4159.2004.02343.x.
  45. Zacharek A., Chen J., Cui X., Li A., Li Y., Roberts C., et al. Angiopoietin1/Tie2 and VEGF/Flk1 induced by MSC treatment amplifies angiogenesis and vascular stabilization after stroke. ­J Cereb Blood Flow Metab. 2007;27:1684–1691. doi: 10.1038/sj.jcbfm.9600475.
  46. Koyama Y., Maebara Y., Hayashi M., Nagae R., Tokuyama S., Michinaga S. Endothelins reciprocally regulate VEGF-A and angiopoietin-1 production in cultured rat astrocytes: implications ­on astrocytic proliferation. Glia. 2012;60:1954–1963. doi: 10.1002/glia.22411.
  47. Meng Z., Li M., He Q., Jiang S., Zhang X., Xiao J., et al. Ectopic expression of human angiopoietin-1 promotes functional recovery and neurogenesis after focal cerebral ischemia. Neuroscience. 2014;267:135–146. doi:10.1016/j.neuroscience.2014.02.036.
  48. Valable S., Montaner J., Bellail A., Berezowski V., Brillault J., Cecchelli R., et al. VEGF-induced BBB permeability is associated with an MMP-9 activity increase in cerebral ischemia: both effects decreased by Ang-1. J Cereb Blood Flow Metab. 2005;25:1491–1504. doi: 10.1038/sj.jcbfm.9600148.
  49. Zhang Z.G., Zhang L., Croll S.D., Chopp M. Angiopoietin-1 reduces cerebral blood vessel leakage and ischemic lesion volume after focal cerebral embolic ischemia in mice. Neuroscience. 2002;113:683–687.
  50. Alfieri A., Ong A.C., Kammerer R.A., Solanky T., Bate S., Tasab M., ­et al. Angiopoietin-1 regulates microvascular reactivity and protects the microcirculation during acute endothelial dysfunction: role of eNOS and VE-cadherin. Pharmacol Res. 2014;80:43–51. ­doi: 10.1016/j.phrs.2013.12.008.

Полный текст публикаций доступен только подписчикам

Нет комментариев

Комментариев: 0

Вы не можете оставлять комментарии
Пожалуйста, авторизуйтесь