Роль дисфункции стволовых клеток в развитии больших акушерских синдромов

DOI: https://dx.doi.org/10.18565/aig.2018.7.5-11

03.08.2018
288

1 ФГБУ Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России, Москва; 2 Институт физико-химической биологии им. А.Н. Белозерского, Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, Россия

Проведен систематический анализ данных о функциональных изменениях в резидентных стволовых клетках матки и плаценты при преэклампсии (ПЭ) и синдроме задержки развития плода (СЗРП), в частности обсуждается снижение их пролиферативного и ангиогенного потенциала, увеличение продукции провоспалительных факторов. Рассмотрены различные аспекты клеточной терапии, начиная от типа стволовых клеток и источников их получения, до предполагаемых механизмов терапевтического действия, определяющие положительный эффект применительно к терапии ПЭ и СЗРП.
Анализ литературных данных позволил сделать вывод о перспективе использования клеточных технологий для лечения ПЭ и СЗРП. Тем не менее, для успешного внедрения в клиническую практику необходимо проведение дальнейших исследований, направленных на сравнительную характеристику стволовых клеток в норме и при патологиях беременности, а также расшифровку особенностей их «молекулярного поведения» в обоих случаях.

Для нормального протекания беременности, особенно на ее ранних этапах, необходимо обязательное выполнение ряда условий: способность бластоцисты к адгезии и встраиванию в эндометрий матки, способность плаценты к преобразованию сосудистой сети матки для обеспечения необходимого уровня питания будущего эмбриона и плода, формирование плацентой развитой системы микроворсинок для эффективного транспорта необходимого количества питательных веществ, а также нормальная функциональная активность сосудистой системы самой плаценты [1].

Около 25% всех беременностей заканчиваются невынашиванием на ранних этапах именно из-за невыполнения одного или нескольких из этих условий. Другую группу риска составляют беременности, где отклонения возникают уже на поздних этапах и связаны с развитием преэклампсии (5–8% от всех беременностей) и/или синдромом задержки развития плода (СЗРП) (8–14%). Эти два патологических состояния характеризуются плацентарной недостаточностью и драматически повышают риск смертности и заболеваемости, как матери, так и плода в перинатальный период [2, 3].

Несмотря на активное изучение данных патологических состояний, остается еще много белых пятен в патогенезе выше упомянутых заболеваний, однако последние данные указывают на то, что дисфункция плаценты в большинстве случаев коррелируют с отклонениями в функциональной активности стволовых клеток (СК) во время развития плода. Эти данные «подталкивают» к изучению патофизиологии процессов при беременности не просто в контексте формирования плаценты и дисфункции эндометрия матки, а с точки зрения вклада СК в эти процессы.

В самом начале беременности клетки будущего трофобласта формируются из трофэктодермального слоя бластоцисты. На данный момент принято считать, что у человека в этом процессе активно участвуют плюрипотентные клетки внутренней клеточной массы, обеспечивающие трофэктодерму необходимыми сигналами для дифференцировки, которая начинается еще до имплантации [4].

По мере того, как клетки бластоцисты проникают сквозь децидуальный слой эндометрия, трофэктодерма дифференцируется в примитивный слой синцитиотрофобласта, необходимый для успешного разрушения внеклеточного матрикса, что способствует эффективному проникновению бластоцисты в ткани матки, а также нижележащий под ним слой цитотрофобласта – будущую систему микроворсинок плаценты [5]. По мере дальнейшего формирования системы микроворсинок, клетки из слоя внезародышевой мезодермы проникают внутри микроворсинок и формируют первую сосудистую сеть, как правило, на 15-е сутки после оплодотворения [5].

Считается, что формирование и развитие плаценты связано с дифференцировкой двух популяций СК – это СК трофобласта, которые формируют слой трофэктодермы, и фетальные мезенхимные стромальные клетки (МСК), которые формируются из внезародышевой мезодермы [6]. Помимо этого, в процессах имплантации плаценты принимают активное участие и СК эндометрия, в частности – резидентные МСК эндометрия и эпителиальные клетки-предшественники эндометрия [7]. Несмотря на расхождения в полученных экспериментальных данных и не выясненные до конца молекулярные механизмы, посредством которых СК влияют на формирование плаценты и ее встраивание, новая предлагаемая парадигма гласит, что только нормальное функционирование всех этих групп клеток, а также их слаженное взаимодействие могут обеспечить протекание физиологической беременности с позитивным исходом [1]. В клинических случаях с нарушением имплантации плаценты и повторяющимся невынашиванием беременности было показано, что корень проблемы лежит в нарушении физиологического взаимодействия между трофобластом и эндометрием. При этом отмечается, что немаловажную роль здесь играют СК эндометрия, которые ответственны за «подготовку» и «настройку» эндометрия к инвазии плаценты. Именно этот фактор во многом определяет весь ход дальнейшей беременности. Так, было продемонстрировано, что у пациенток, страдающих повторяющимся невынашиванием беременности, нарушен процесс децидуализации стромальных клеток эндометрия [8]. Помимо этого, было показано, что МСК эндометрия секретируют ряд цитокинов, таких как интерлейкин-33 (IL-33) и фактор-ингибитор лейкемии (LIF), участвующих в подготовке эндометрия к имплантации [9].

В дальнейшем было подтверждено, что именно синтез и экспрессия этих цитокинов нарушены у пациенток, страдающих повторяющимся невынашиванием плода.

Вклад плацентарных МСК и СК трофобласта также активно изучается в связи с важностью этих клеток для нормального органогенеза и функционирования плаценты, о чем упоминалось выше. Несмотря на отсутствие работ по сравнению популяций этих клеток в норме и при невынашивании, в ряде случаев этой патологии описано, что процент СК трофобласта в плаценте таких больных намного ниже, чем у здоровых женщин, что, вероятно, и приводит к пониженному числу цитотрофобластов, формирующих будущую систему микроворсинок [10]. Более того, в 60% случаев у пациенток с невынашиванием беременности плаценты были лишены развитой сосудистой сет...

Список литературы

1. James J.L. Stem cells and pregnancy disorders: from pathological mechanisms to therapeutic horizons. Semin. Reprod. Med. 2016; 34(1): 17-26.

2. Villar J., Carroli G., Wojdyla D., Abalos E., Giordano D., Ba’aqeel H. et al. Preeclampsia, gestational hypertension and intrauterine growth restriction, related or independent conditions? Am. J. Obstet. Gynecol. 2006; 194(4): 921-31.

3. Yu C.K., Khouri O., Onwudiwe N., Spiliopoulos Y., Nicolaides K.H. Prediction of pre-eclampsia by uterine artery Doppler imaging: relationship to gestational age at delivery and small-for-gestational age. Ultrasound Obstet. Gynecol. 2008; 31(3): 310-3.

4. James J.L., Carter A.M., Chamley L.W. Human placentation from nidation to 5 weeks of gestation. Part I: What do we know about formative placental development following implantation? Placenta. 2012; 33(5): 327-34.

5. Boyd J.D., Hamilton W.J. The human placenta. Cambridge: W.Heffer & Sons Ltd; 1970.

6. James J.L., Srinivasan S., Alexander M., Chamley L.W. Can we fix it? Evaluating the potential of placental stem cells for the treatment of pregnancy disorders. Placenta. 2014; 35(2): 77-84.

7. Gargett C.E., Masuda H. Adult stem cells in the endometrium. Mol. Hum. Reprod. 2010; 16(11): 818-34.

8. Salker M., Teklenburg G., Molokhia M., Lavery S., Trew G., Aojanepong T. et al. Natural selection of human embryos: impaired decidualization of endometrium disables embryo-maternal interactions and causes recurrent pregnancy loss. PLoS One. 2010; 5(4): e10287.

9. Murakami K., Lee Y.H., Lucas E.S., Chan Y.W., Durairaj R.P., Takeda S. et al. Decidualization induces a secretome switch in perivascular niche cells of the human endometrium. Endocrinology. 2014; 155(11): 4542-53.

10. Bose P., Kadyrov M., Goldin R., Hahn S., Backos M., Regan L. et al. Aberrations of early trophoblast differentiation predispose to pregnancy failure: lessons from the anti-phospholipid syndrome. Placenta. 2006; 27(8): 869-75.

11. Reus A.D., Stephenson M.D., van Dunne F.M., de Krijger R.R., Joosten M., Steegers E.A. et al. Chorionic villous vascularization related to phenotype and genotype in first trimester miscarriages in a recurrent pregnancy loss cohort. Hum. Reprod. 2013; 28(4): 916-23.

12. Benirschke K., Burton G.J., Baergen R. Pathology of the human placenta. Berlin, Heidelberg: Springer-Verlag; 2000.

13. Pijnenborg R., Anthony J., Davey D.A., Rees A., Tiltman A., Vercruysse L. et al. Placental bed spiral arteries in the hypertensive disorders of pregnancy. Br. J. Obstet. Gynaecol. 1991; 98(7): 648-55.

14. James J.L., Whitley G.S., Cartwright J.E. Pre-eclampsia: fitting together the placental, immune and cardiovascular pieces. J. Pathol. 2010; 221(4): 363-78.

15. Rolfo A., Giuffrida D., Nuzzo A.M., Pierobon D., Cardaropoli S., Piccoli E. et al. Pro-inflammatory profile of preeclamptic placental mesenchymal stromal cells: new insights into the etiopathogenesis of preeclampsia. PLoS One. 2013; 8(3): e59403.

16. Todt J.C., Yang Y., Lei J., Lauria M.R., Sorokin Y., Cotton D.B. et al. Effects of tumor necrosis factor-alpha on human trophoblast cell adhesion and motility. Am. J. Reprod. Immunol. 1996; 36(2): 65-71.

17. Xu B., Nakhla S., Makris A., Hennessy A. TNF-alpha inhibits trophoblast integration into endothelial cellular networks. Placenta. 2011; 32(3): 241-6.

18. Takao T., Asanoma K., Kato K., Fukushima K., Tsunematsu R., Hirakawa T. et al. Isolation and characterization of human trophoblast side-population (SP) cells in primary villous cytotrophoblasts and HTR-8/SVneo cell line. PLoS One. 2011; 6(7): e21990.

19. Nuzzo A.M., Giuffrida D., Masturzo B., Mele P., Piccoli E., Eva C. et al. Altered expression of G1/S phase cell cycle regulators in placental mesenchymal stromal cells derived from preeclamptic pregnancies with fetal-placental compromise. Cell Cycle. 2017; 16(2): 200-12.

20. Burton G.J., Woods A.W., Jauniaux E., Kingdom J.C. Rheological and physiological consequences of conversion of the maternal spiral arteries for uteroplacental blood flow during human pregnancy. Placenta. 2009; 30(6): 473-82.

21. Zhao G., Zhou X., Chen S., Miao H., Fan H., Wang Z. et al. Differential expression of microRNAs in decidua-derived mesenchymal stem cells from patients with pre-eclampsia. J. Biomed. Sci. 2014; 21: 81.

22. Hwang J.H., Lee M.J., Seok O.S., Paek Y.C., Cho G.J., Seol H.J. et al. Cytokine expression in placenta-derived mesenchymal stem cells in patients with pre-eclampsia and normal pregnancies. Cytokine. 2010; 49(1): 95-101.

23. Bills V.L., Hamdollah-Zadeh M., Soothill P.W., Harper S.J., Bates D.O. The role of VEGF-A165b in trophoblast survival. BMC Pregnancy Childbirth. 2014; 14: 278.

24. Ji L., Zhang L., Li Y., Guo L., Cao N., Bai Z. et al. MiR-136 contributes to pre-eclampsia through its effects on apoptosis and angiogenesis of mesenchymal stem cells. Placenta. 2017; 50: 102-9.

25. Clausson B., Gardosi J., Francis A., Cnattingius S. Perinatal outcome in SGA births defined by customised versus population-based birthweight standards. BJOG. 2001; 108(8): 830-4.

26. Eskenazi B., Fenster L., Sidney S., Elkin E.P. Fetal growth retardation in infants of multiparous and nulliparous women with preeclampsia. Am. J. Obstet. Gynecol. 1993; 169(5): 1112-8.

27. Sibley C.P. Understanding placental nutrient transfer-why bother? New biomarkers of fetal growth. J. Physiol. 2009; 587(Pt 14): 3431-40.

28. Langheinrich A.C., Vorman S., Seidenstucker J., Kampschulte M., Bohle R.M., Wienhard J. et al. Quantitative 3D micro-CT imaging of the human feto-placental vasculature in intrauterine growth restriction. Placenta. 2008; 29(11): 937-41.

29. Macara L., Kingdom J.C., Kaufmann P., Kohnen G., Hair J., More I.A. et al. Structural analysis of placental terminal villi from growth-restricted pregnancies with abnormal umbilical artery Doppler waveforms. Placenta. 1996; 17(1): 37-48.

30. Mando C., Razini P., Novielli C., Anelli G.M., Belicchi M., Erratico S. et al. Impaired angiogenic potential of human placental mesenchymal stromal cells in intrauterine growth restriction. Stem Cells Transl. Med. 2016; 5(4): 451-63.

31. Sipos P.I., Bourque S.L., Hubel C.A., Baker P.N., Sibley C.P., Davidge S.T. et al. Endothelial colony-forming cells derived from pregnancies complicated by intrauterine growth restriction are fewer and have reduced vasculogenic capacity. J. Clin. Endocrinol. Metab. 2013; 98(12): 4953-60.

32. Ligi I., Simoncini S., Tellier E., Vassallo P.F., Sabatier F., Guillet B. et al. A switch toward angiostatic gene expression impairs the angiogenic properties of endothelial progenitor cells in low birth weight preterm infants. Blood. 2011; 118(6): 1699-709.

33. Barker D.J., Eriksson J.G., Forsen T., Osmond C. Fetal origins of adult disease: strength of effects and biological basis. Int. J. Epidemiol. 2002; 31(6): 1235-9.

34. Сухих Г.Т., Чернуха Г.Е., Табеева Г.И., Горюнов К.В., Силачев Д.Н. Современные возможности клеточной терапии синдрома Ашермана. Акушерство и гинекология. 2018; 5: 20-9.

35. Nagori C.B., Panchal S.Y., Patel H. Endometrial regeneration using autologous adult stem cells followed by conception by in vitro fertilization in a patient of severe Asherman’s syndrome. J. Hum. Reprod. Sci. 2011; 4(1): 43-8.

36. Meraviglia V., Vecellio M., Grasselli A., Baccarin M., Farsetti A., Capogrossi M.C. et al. Human chorionic villus mesenchymal stromal cells reveal strong endothelial conversion properties. Differentiation. 2012; 83(5): 260-70.

37. Kong P., Xie X., Li F., Liu Y., Lu Y. Placenta mesenchymal stem cell accelerates wound healing by enhancing angiogenesis in diabetic Goto-Kakizaki (GK) rats. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2013; 438(2): 410-9.

38. Tran T.C., Kimura K., Nagano M., Yamashita T., Ohneda K., Sugimori H. et al. Identification of human placenta-derived mesenchymal stem cells involved in re-endothelialization. J. Cell. Physiol. 2011; 226(1): 224-35.

39. Gnecchi M., Zhang Z., Ni A., Dzau V.J. Paracrine mechanisms in adult stem cell signaling and therapy. Circ. Res. 2008; 103(11): 1204-19.

40. Mirotsou M., Zhang Z., Deb A., Zhang L., Gnecchi M., Noiseux N. et al. Secreted frizzled related protein 2 (Sfrp2) is the key Akt-mesenchymal stem cell-released paracrine factor mediating myocardial survival and repair. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007; 104(5): 1643-8.

41. von Bahr L., Batsis I., Moll G., Hagg M., Szakos A., Sundberg B. et al. Analysis of tissues following mesenchymal stromal cell therapy in humans indicates limited long-term engraftment and no ectopic tissue formation. Stem Cells. 2012; 30(7): 1575-8.

42. Redline R.W. Villitis of unknown etiology: noninfectious chronic villitis in the placenta. Hum. Pathol. 2007; 38(10): 1439-46.

43. Rubtsov Y., Goryunov К., Romanov А., Suzdaltseva Y., Sharonov G., Tkachuk V. Molecular Mechanisms of immunomodulation properties of mesenchymal stromal cells: a new insight into the Role of ICAM-1. Stem Cells Int. 2017; 2017: 6516854.

44. Aggarwal S., Pittenger M.F. Human mesenchymal stem cells modulate allogeneic immune cell responses. Blood. 2005; 105(4): 1815-22.

45. Spaggiari G.M., Capobianco A., Abdelrazik H., Becchetti F., Mingari M.C., Moretta L. Mesenchymal stem cells inhibit natural killer-cell proliferation, cytotoxicity, and cytokine production: role of indoleamine 2,3-dioxygenase and prostaglandin E2. Blood. 2008; 111(3): 1327-33.

46. Abumaree M.H., Al Jumah M.A., Kalionis B., Jawdat D., Al Khaldi A., Abomaray F.M. et al. Human placental mesenchymal stem cells (pMSCs) play a role as immune suppressive cells by shifting macrophage differentiation from inflammatory M1 to anti-inflammatory M2 macrophages. Stem Cell Rev. 2013; 9(5): 620-41.

47. Rubtsov Y.P., Suzdaltseva Y.G., Goryunov K.V., Kalinina N.I., Sysoeva V.Y., Tkachuk V.A. Regulation of immunity via multipotent mesenchymal stromal cells. Acta Naturae. 2012; 4(1): 23-31.

48. Chatterjee P., Chiasson V.L., Pinzur L., Raveh S., Abraham E., Jones K.A. et al. Human placenta-derived stromal cells decrease inflammation, placental injury and blood pressure in hypertensive pregnant mice. Clin. Sci. (Lond.). 2016; 130(7): 513-23.

Поступила 28.09.2017

Принята в печать 27.10.2017

Об авторах / Для корреспонденции

Сухих Геннадий Тихонович, академик РАН, профессор, директор ФГБУ НМИЦ АГП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438-18-00. E-mail: g_sukhikh@oparina4.ru
Шмаков Роман Георгиевич, д.м.н., главный врач ФГБУ НМЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438 72 00 E-mail: r_shmakov@oparina4.ru
Горюнов Кирилл Владимирович, м.н.с. лаборатории клеточных технологий ФГБУ НМЦАГиП им. академика В. И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (916) 410-88-44. E-mail: k_gorunov@oparina4.ru
Волочаева Мария Вячеславовна, к.м.н., врач акушер-гинеколог акушерского физиологического отделения ФГБУ НМЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России. Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (919) 968-72-98. E-mail: m_volochaeva@oparina4.ru
Силачёв Денис Николаевич, к.б.н., с.н.с., Научно-исследовательский институт физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского Московского государственного университета имени М.В. Ломоносова.
Адрес: 119992, Россия, Москва, ул. Ленинские Горы, д. 1, стр. 40, Лабораторный корпус А. Телефон: 8 (495) 939-59-44. E-mail: silachevdn@genebee.msu.ru

Для цитирования: Сухих Г.Т., Силачев Д.Н., Горюнов К.В., Волочаева М.В., Шмаков Р.Г. Роль дисфункции стволовых клеток в развитии больших акушерских синдромов. Акушерство и гинекология. 2018; 7: 5-11.
https://dx.doi.org/10.18565/aig.2018.7.5-11

Полный текст публикаций доступен только подписчикам

Нет комментариев

Комментариев: 0

Вы не можете оставлять комментарии
Пожалуйста, авторизуйтесь