Сравнительная характеристика штаммов уропатогенной Escherichia coli, выделенных в условиях поликлиники и стационара

DOI: https://dx.doi.org/10.18565/urology.2018.6.37-44

31.12.2018
22

1 «Институт экологии и генетики микроорганизмов Уральского отделения Российской академии наук» – филиал ПФИЦ УрО РАН, Пермь, Россия; 2 Пермский Государственный национальный исследовательский университет, Пермь, Россия; 3 ООО «ПРО-МЕД» Микробиологическая лаборатория, Пермь, Россия
Введение. Этиологическая структура инфекций мочевыводящих путей (ИМВП) определяется ведущей ролью уропатогенных Escherichia coli (UPEC). Цель работы: изучить биологические свойства и филогенетическое разнообразие штаммов E. coli, выделенных при ИМВП у амбулаторных и стационарных больных. Материалы и методы. Изучено 198 клинических штаммов UPEC, из которых 105 обозначены как поликлинические и 93 – как нозокомиальные (73 выделены из мочи, 20 – с поверхности катетеров через 48 ч после госпитализации). Филогенетические группы UPEC определяли методом ПЦР. Результаты. Среди поликлинических культур обнаружены представители всех восьми распознаваемых филогрупп, чаще всего встречались штаммы UPEC филогрупп B2 (37,1%), Е (13,3%) и F (8,6%). Нозокомиальные культуры почти в 90% случаев принадлежали к филогруппе B2, к которой отнесены и все катетер-ассоциированные штаммы. E. coli филогруппы B2 как в моновидовом варианте, так и в полимикробных ассоциациях достоверно чаще изолировали в стационаре, чем в поликлинике (p<0,00001), тогда как бактерии филогруппы Е, наоборот, – в поликлинике (p<0,0001). Гемолитическая активность и биопленкообразующая способность штаммов UPEC не различались в двух группах, при этом в стационаре гемолитические E. coli филогруппы В2 встречались достоверно чаще, чем в поликлинике (р<0,001). Кроме того, в той или иной степени биопленки формировали более 60% культур филогруппы В2. Независимо от источника выделения штаммы были устойчивыми к ампициллину (62,1%), амоксициллину/клавуланату (27,8%), цефотаксиму (37,9%) и ципрофлоксацину (36,9%). Продукция бета-лактамаз расширенного спектра (БЛРС) была выявлена у 51 (25,8%) культуры, при этом статистически значимо их доля различалась в группах нозокомиальных штаммов: уринарные< катетер-ассоциированные (р<0,005). Связи между продукцией БЛРС и принадлежностью к филогруппе В2 не выявлено, хотя В2-изоляты чаще продуцировали БЛРС, чем представители других филогрупп. Заключение. Снижение чувствительности внебольничных UPEC к ципрофлоксацину и бета-лактамным антибиотикам способствует сближению фенотипов резистентности поликлинических и стационарных культур. В стационаре в условиях иммунокомпрометированного хозяина возможно концентрирование E. coli филогруппы В2 с высоким вирулентным потенциалом.

Введение. Инфекции мочевыводящих путей (ИМВП) относятся к наиболее распространенным заболеваниям как в амбулаторной, так и в госпитальной практике среди населения всех возрастных групп во всем мире [1]. Этиологическая структура ИМВП определяется ведущей ролью эшерихий: уропатогенные штаммы Escherichia coli (UPEC) составляют до 90% бактериальных культур при неосложненных ИМВП у пациентов поликлиник и 30–50% – у людей, находящихся на стационарном лечении [2, 3]. В последнем случае воспалительный процесс в органах мочевыделительной системы связан с инструментальными вмешательствами, использованием катетеров и часто вызван полимикробными ассоциациями микроорганизмов [4, 5].

Представители UPEC имеют ряд характеристик, обусловливающих адаптацию бактерий в мочевыводящих путях и последовательную реализацию уропатогенного потенциала на всех этапах инфекционного процесса [2, 6]. Основным механизмом сохранения UPEC в условиях биотопа является их высокая способность к адгезии и биопленкообразованию. Широкое применение в урологической практике био- и искусственных материалов, на поверхности которых формируются бактериальные биопленки, повышает риск персистенции возбудителя в организме хозяина [7]. Среди UPEC преобладают бактерии филогенетической группы B2 (80–85%), около 15% штаммов принадлежат к филогруппе D [8, 9]. Именно у представителей данных филогрупп по сравнению с другими E. coli чаще детектируют гены, кодирующие факторы патогенности, опосредующие цитотоксическое действие, адгезию клеток и т.п., а также обнаруживают маркеры антибиотикоустойчивости [10–12]. В последние годы появляются данные о расширении филогенетического разнообразия UPEC, и возбудителями ИМВП все чаще становятся штаммы E. coli «неуринарных» филогрупп [13].

Представления о популяционной изменчивости UPEC, а также о механизмах адаптации бактерий к условиям урологического тракта базируются на регулярном скрининге биологических свойств возбудителя, проводимом с учетом типа медицинской организации, нозологических форм ИМВП, гендерных и возрастных особенностей пациентов. Активно изучаются патогенные свойства штаммов E. coli, выделенных при осложненных, в том числе катетеризацией, формах заболеваний, а также постоянно контролируется устойчивость микроорганизмов к антибиотическим препаратам и ее корреляция с вирулентностью.

Цель исследования: изучить биологические свойства и филогенетическое разнообразие штаммов E. coli, выделенных при ИМВП у амбулаторных и стационарных пациентов.

Материалы и методы. Объектами изучения служили клинические культуры E. coli, изолированные из материала (моча, катетеры) пациентов с ИМВП, находившихся на амбулаторном (7 медицинских организаций) или стационарном (9 медицинских организаций, 13 отделений) лечении в г. Перми за 2017 г. Всего было изолировано 198 штаммов, из которых 105 обозначены как поликлинические и 93 – как нозокомиальные (выделены через 48 ч после госпитализации).

Определение чувствительности штаммов к антибактериальным препаратам проводили согласно клиническим рекомендациям «Определение чувствительности микроорганизмов к антимикробным препаратам» Межрегиональной ассоциации по клинической микробиологии и антимикробной химиотерапии (МАКМАХ, версия-2015-02). Продукцию бета-лактамаз расширенного спектра (БЛРС, ESBL) детектировали с помощью метода «двойных дисков» согласно методическим указаниям МУК 4.2.1890-04. Гемолитическую активность выделенных культур оценивали на 5%-ном кровяном агаре по диаметру зоны гемолиза вокруг колонии в мм. Биопленкообразование изучали согласно G. А. O'Toole et al. [14].

Выделение тотальной ДНК чистых культур проводили по методике, описанной G.G. Stone et al. (1994): отдельную колонию каждого штамма ресуспендировали в 0,5 мл сверхчистой воды в пробирках типа Эппендорф, инкубировали в твердотельном термостате «Термит» (Россия) в течение 10 мин при 98°C, охлаждали и центрифугировали 5 мин при 13 тыс. об./мин. Надосадочную жидкость использовали для генетических исследований немедленно или после хранения при -18°С.

Филогенетические группы UPEC определяли методом ПЦР (quadriplex PCR) согласно О. Clermont et al. (2013), используя специфические маркеры филогенетических групп и ключ для их установления [15]. Протоколы амплификации соответствовали рекомендациям авторов. Олигонуклеотидные праймеры были синтезированы ООО «Синтол» (Москва). Амплификацию проводили на термоциклере DNA Engine Dyad Thermal Cycler («Bio-Rad», США). Визуализацию полос и документирование данных осуществляли с использованием системы гель­документации Gel-Doc XR («Bio-Rad», США).

Статистическую обработку полученных данных проводили с использованием компьютерных программ Microsoft Excel 2016 и STATISTICA 10. Для выявления статистически значимых различий двух независимых выборок использовали критерий χ2, критерий χ² с поправкой Йейтса или точный критерий Фишера.

Результаты. В годичном исследовании культуры E. coli изолировали чаще от женщин и в основном от взрослых пациентов ле...

Список литературы

1. Grabe M., Bjerklund-Johansen T.E., Botto H., Cek M., Naber K.G., Pickard R.S.,Tenke P., Wagenlehner F., Wullt B. Urological infections. European Guidelines. 2011;115 p.

2. Wiles T.J., Kulesus R.R., Mulvey M.A. Origins and virulence mechanisms of uropathogenic Escherichia coli. Exp. Мol. Рathol. 2008;5:11–19.Doi:10.1016/j.yexmp.2008.03.007.

3. Soto S.M. Importance of biofilms in urinary tract infections: new therapeutic approaches. Adv. Biol. 2014;13:543974. ID 543974.

4. Nicolle L.E. Catheter associated urinary tract infections. Antimicrob. Resist. Inf. Control. 2014;3(23):1–8. Doi: 10.1186/2047-2994-3-23.

5. Hola V., Ruzicka F. The Formation of poly-microbial biofilms on urinary catheters. urinary tract infections, Dr. Peter Tenke (Ed.), ISBN: 978-953-307-757-4, InTech Available from: http://www.intechopen.com/books/urinary-tract-infections/the-formation-of-poly-microbial-biofilms-on-urinarycatheters.

6. Bukharin O.V., Gritsenko V.A., Vyalkova A.A. Factors of uropathogenicity of bacteria: role in pathogenesis and importance in diagnosis of pyelonephritis. Nephrology and dialysis. 2001;3(4):469–475. Russian (Бухарин О.В., Гриценко В.А., Вялкова А.А. Факторы уропатогенности бактерий: роль в патогенезе и значение в диагностике пиелонефрита. Нефрология и диализ. 2001;3(4):469–475).

7. Perepanova T.S. The importance of infections caused by the formation of biofilms in urological practice. Effective pharmacotherapy. 2013;37:18–27. Russian (Перепанова Т.С. Значение инфекций, обусловленных образованием биопленок, в урологической практике. Эффективная фармакотерапия. 2013;37:18–27).

8. Kanamaru S., Kurazono H., Nakano M., Terai A., Ogawa O., Yamamoto S. Subtyping of uropathogenic Escherichia coli according to the pathogenicity island encoding uropathogenic-specific protein: comparison with phylogenetic groups. Int. J. Urol. 2006;13:754–760. Doi: 10.1111/j.1442-2042.2006.01398.x.

9. Lee J.H., Subhadra B., Kim D.H., Park H.S., Kim J.M., Koo S.H., Oh M.H.,Choi C.H. Phylogenetic group distributions, virulence factors and antimicrobial resistance properties of uropathogenic Escherichia coli strains isolated from patients with urinary tract infections in South Korea. Lett. App. Microbiol. 2015;62:84–90. Doi: 10.1111/lam.12517.

10. Millán Y., Hernández E., Millán B., Araque M. Distribution of phylogenetic groups and virulence factors in CTX-M-15 β-lactamase-producing uropathogenic Escherichia coli strains isolated from patients in the community of Mérida, Venezuela. Rev. Argent. Microbiol. 2014;46(3):175–81. Doi: 10.1016/S0325-7541(14)70069-0.

11. Munkhdelger Y. Detection of virulence genes, phylogenetic group and antibiotic resistance of uropathogenic Escherichia coli in Mongolia. J. Infect. Dev. Ctries. 2017;11(1):51–57. Doi: 10.3855/jidc.7903.

12. Grude N., Potaturkina-Nesterovа N.I., Jenkins A., Strand L., Nowrouzian F.L.,Nyhus J., Kristiansen B.E. A comparison of phylogenetic group, virulence factors and antibiotic resistance in Russian and Norwegian isolates of Escherichia coli from urinary tract infection. Clinical Microbiology and Infection. 2007;13(2):208–211. Doi: 10.1111/j.1469-0691.2006.01584.x.

13. Kumar N., Nahid F., Zahra R. Association of virulence factors, phylogenetic groups and antimicrobial resistance markers in Escherichia coli from Badin city, Pakistan. J. Chemother. 2017;29(1):8–13. Doi:10.1080/1120009X.2016.1154682.

14. O’Toole G.A., Kolter R. Flagellar and twitching motility are necessary for Pseudomonas aeruginosa biofilm development. Mol. Microbiol. 1998;30:295–304. Doi: 10.1046/j.1365-2958.1998.01062.x.

15. Clermont O., Christenson J.K., Denamur E., Gordon D.M. The Clermont Escherichia coli phylo-typing method revisited: improvement of specificity and detection of new phylo-groups. Environ. Microbiol. Rep. 2013;1:58–61. Doi: 10.1111/1758-2229.12019.

16. Flores-Mireles A.L., Walker J.N., Caparon M., Hultgren S.J. Urinary tract infections: epidemiology, mechanisms of infection and treatment options. Nat. Rev. Microbiol. 2015; 13(5):269–284. Doi:10.1038/nrmicro3432.

17. Katouli M. Population structure of gut Escherichia coli and its role in development of extra-intestinal infections. Iran. J. Microbiol. 2010;2(2):59–72.

18. Kogan M.I., NabokaYu.L., Bedzhanyan S.K., Mitusova E.V., Gudima I.A., Morgun P.P., Vasil’eva L.I. Is bacteriological testing of bladder urine informative in acute obstructive pyelonephritis? Urologiia. 2017;3:10–15. Russian (Коган М.И., Набока Ю.Л., Беджанян С.К., Митусова Е.В.,Гудима И.А., Моргун П.П., Васильева Л.И. Информативно ли бактериологическое исследование пузырной мочи при остром обструктивном пиелонефрите? Урология. 2017;3:10–15). Doi: https://dx.Doi.org/10.18565/urol.2017.3.10-15.

19. Shamkhalova M.Sh., Chugunova L.A. Urinary tract infections in diabetic patients: diagnosis, prevention, treatment. Guidelines. International Endocrinology Journal. 2005; 2(2)

20. Kline K.A., Lewis A.L. Gram-positive uropathogens, polymicrobial urinary tract infection, and the emerging microbiota of the urinary tract. Microbiol. Spectr. 2016;4(2). Doi: 10.1128/microbiolspec.UTI-0012-2012.

21. Matthews S.J., Lancaster J.W. Urinary tract infections in the elderly population. Am. J. Geriatr. Pharmacother. 2011;9:286–309.

22. Warren J.W., Tenney J.H., Hoopes J.M., Muncie H.L., Anthony W.C.А prospective microbiologic study of bacteriuria in patients with chronic indwelling urethral catheters. J. Infect. Dis. 1982;146(6):719–723. Doi: 10.1093/infdis/146.6.719.

23. Galvan E.M., Mateyca C., Ielpi L. Role of interspecies interactions in dual-species biofilms developed in vitro by uropathogens isolated from polymicrobial urinary catheter associated bacteriuria. Biofouling. 2016;32(9):1067–1077. Doi: 10.1080/08927014.2016.1231300.

24. Bishara J., Leibovici L., Huminer D., Drucker M., Samra Z., Konisberger H., Pitlik S. Five-year prospective study of bacteraemic urinary tract infection in a single institution. Eur. J Clin. Microbiol. Infect. Dis. 1997;16(8):563–567.

25. Tets G.V., Tets V.V., Voroshilova T.M. Metagenomic analysis of samples in cystitis. Urologiia. 2016; 1:37–44. Russian (Тец Г.В., Тец В.В., Ворошилова Т.М. Метагеномный анализ проб при цистите. Урология. 2016; 1:37–44).

26. Tenaillon O., Skurnik D., Picard B., Denamur E. The population genetics of commensal Escherichia coli. Nat. Rev. Microbiol. 2010;8(3):207–217. Doi:10.1038/nrmicro2298.

27. Clermont O., Bonacorsi S., Bingen E. Rapid and simple determination of the Escherichia coli phylogenetic group. Appl. Environ. Microbiol. 2000;10:4555–4558. Doi: 10.1128/AEM.66.10.4555-4558.2000.

28. Logue C.M., Wannemuehler Y., Nicholson B.A., Doetkott C., Barbieri N.L., Nolan L.K. Comparative analysis of phylogenetic assignment of human and avian ExPEC and fecal commensal Еscherichia coli using the (previous and revised) Clermont phylogenetic typing methods and its impact on avian pathogenic Escherichia coli (APEC) classification. Front. Microbiol. 2017;8:283. Doi:10.3389/fmicb.2017.00283.

29. Iranpour D., Hassanpour M., Ansari H., Tajbakhsh S., Khamisipour G., Najafi A. Phylogenetic groups of Escherichia coli strains from patients with urinary tract infection in Iran based on the new Clermont phylotyping method. Bioмed. Res. Int. 2015;846219. ID 846219. Doi: 10.1155/2015/846219.

30. Skjøt-Rasmussen L., Ejrnæs K., Lundgren B., Frimodt-Møller N. Virulence factors and phylogenetic grouping of Escherichia coli isolates from patients with bacteraemia of urinary tract origin relate to sex and hospital- vs. community-acquired origin. Int. J. Med. Microbiol. 2012;302(3):129–134. Doi: 10.1016/j.ijmm.2012.03.002.

31. Turrientes M.-C., González-Alba J.-M., del Campo R., Baquero M.-R., Cantón R., Baquero F., Galan J.-C. Recombination blurs phylogenetic groups routine assignment in Escherichia coli: setting the record straight. PLoS One. 2014;9(11):e113532.

32. Fatima N., Agrawal M., Shukla I., Khan P.A. Characterization of uropathogenic E. coli in relation to virulence factors. Scientific Reports. 2012;1(7):342. Doi:10.4172/scientificreports.

33. Ejrnæs K., Stegger M., Reisner A., Ferry S., Monsen T., Holm S.E., Lundgren B.,Frimodt-Møller N. Characteristics of Escherichia coli causing persistence or relapse of urinary tract infections: phylogenetic groups, virulence factors and biofilm formation. Virulence. 2011;2(6):528–537. Doi: 10.4161/viru.2.6.18189.

34. Palagin I.S., Sukhorukova M.V., Dekhnich A.V., Eydelshteyn M.V., Shevelev A.N. et al. The current state of antibiotic resistance of pathogens of community-acquired urinary tract infections in Russia: results of the study «DARMIS» (2010–2011). Klin. Microbiol. Antimicrobial. Khimioter. 2012;14(4):280–302. Russian (Палагин И.С., Сухорукова М.В., Дехнич А.В.,Эйдельштейн М.В., Шевелев А.Н, Гринев А.В., Перепанова Т.С., Козлов Р.С. Современное состояние антибиотикорезистентности возбудителей внебольничных инфекций мочевых путей в России: результаты исследования «ДАРМИС» (2010–2011). Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2012;14(4):280–302).

35. Ali I., Kumar N., Ahmed S., Dasti J.I. Antibiotic resistance in uropathogenic E. сoli strains isolated from non-hospitalized patients in Pakistan. J. Clin. Diagn. Res. 2014;8(9):1–4. Doi:10.7860/JCDR/2014/7881.4813.

36. Rijavec M., Erjavec Starčič M., Avguštin Ambrožič J., Reissbrodt R., Fruth A., Križan-Hergouth V., Žgur-Bertok D. High prevalence of multidrug resistance and random distribution of mobile genetic elements among uropathogenic Escherichia coli (UPEC) of the four major phylogenetic groups. Curr. Microbiol. 2006;53:158–162. Doi:10.1007/s00284-005-0501-4.

37. Petty N.K., Ben Zakour N.L., Stanton-Cook M., Skippington E., Totsika M., Forde B.M., Phan M.D. et al. Global dissemination of a multidrug resistant Escherichia coli clone. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2014;111(15):5694–5699. Doi:10.1073/pnas.1322678111.

Об авторах / Для корреспонденции

А в т о р д л я с в я з и: М. В. Кузнецова – д.м.н., ведущий научный сотрудник лаборатории молекулярной микробиологии
и биотехнологии «ИЭГМ УрО РАН» – филиала ПФИЦ; Пермь, Россия; e-mail: mar@iegm.ru

Полный текст публикаций доступен только подписчикам

Нет комментариев

Комментариев: 0

Вы не можете оставлять комментарии
Пожалуйста, авторизуйтесь