Криоконсервация ткани пуповины человека: перспективы клинического применения

DOI: https://dx.doi.org/10.18565/aig.2018.12.5-10

26.12.2018
185

1 ФГБУ Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России, Москва; 2 ФГАОУ ВО Российский университет дружбы народов, Москва; 3 ФГБНУ Научно-исследовательский институт морфологии человека, Москва, Россия

Проведен анализ имеющихся в современной научной литературе данных о возможности криоконсервации ткани пуповины человека и ее дальнейшем клиническом применении. Описаны протоколы для получения различных биомедицинских продуктов (матрикса сосудов, графтов на основе вартонова студня, мультипотентных стромальных клеток) из замороженной пуповины и перспективы их клинического применения. Проведенный анализ литературных данных позволяет предположить активное развитие такого перспективного направления клеточной биотехнологии как криоконсервация пуповины человека.

Пупочный канатик человека – орган с уникальным строением: строму его составляет слизистая соединительная ткань (вартонов студень), не встречающаяся в организме взрослого человека. В основном веществе вартонова студня содержится значительное количество гликозаминогликанов, обеспечивающих его упругость, благодаря чему пупочные сосуды (две пупочные артерии и одна вена) защищены от пережатия. В вартоновом студне отсутствуют капилляры, клеточный компонент его представлен производными мезенхимы (фибробластами, миофибробластами, гладкими миоцитами, мультипотентными стромальными клетками (МСК)), сама пуповина покрыта однослойным эпителием [1].

Долгое время пуповина считалась биологическим отходом, не представляющим особой ценности для исследователей или клиницистов, однако с развитием клеточных технологий и тканевой инженерии интерес к тканям пуповинно-плацентарного комплекса в целом, и к пуповине в частности, значительно вырос. В последнее десятилетие активно идет разработка биомедицинских продуктов на основе матрикса пуповины или выделенных из нее МСК, которые по совокупности свойств могут претендовать на звание нового «золотого стандарта» [1]. Основным недостатком пупочного канатика, как источника биоматериала является его транзиентность: доступ к нему строго ограничен небольшим временным промежутком сразу после рождения ребенка. Решением данной проблемы может стать внедрение доступных и эффективных протоколов криоконсервации ткани пуповины, обеспечивающих отсроченное во времени ее применение. В основе корректного и полноценного осуществления криоконсервации образцов пуповины для последующего выделений клеточных культур лежит комплексное морфологическое (макроскопическое и микроскопическое) изучение всех элементов последа, позволяющее выявить их поражения и патологические изменения [2, 3].

Криоконсервация матрикса кровеносных сосудов пуповины

При необходимости реконструкции сосудов малого диаметра «золотым стандартом» считается аутогенная трансплантация, однако она не всегда возможна. Перспективным материалом для создания протеза сосуда могут стать децеллюляризированные пупочные вена и артерии, к преимуществам которых можно отнести походящий диаметр и длительную протяженность без ответвлений [4–6]. Исследования показали, что криоконсервация сосудов пуповины уменьшает эффективность последующей децеллюляризации (предположительно из-за конденсации внеклеточного матрикса), но не оказывает значимого влияния на их механические свойства (жесткость, разрывное давление, прочность удержания шва), по сравнению с сосудами, выделенными из свежей пуповины [4].

Протоколы криоконсервации сосудов пуповины, предназначенных для аллогенной трансплантации, не предполагают сохранности клеточного компонента, поэтому в качестве среды для замораживания используют физиологический раствор без добавления криопротекторов, а материал хранят при -20°С [4]. Для аутогенной трансплантации более предпочтительным является вариант с сохранением живых клеток в составе стенки сосуда, однако таких работ до сих пор не опубликовано. Возможности применения полученных из пупочных артерий и вены скэффолдов не ограничиваются сердечно-сосудистой хирургией; тканеинженерные конструкции на их основе предл...

Список литературы

1. Арутюнян И.В., Макаров А.В., Ельчанинов А.В., Фатхудинов Т.Х. Мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки пупочного канатика: биологические свойства и клиническое применение. Гены и клетки. 2015; 10(2): 30-8.

2. Низяева Н.В., Волкова Ю.С., Муллабаева С.М., Щеголев А.И. Методические основы изучения ткани плаценты и оптимизация режимов предподготовки материала. Акушерство и гинекология. 2014; 8: 10-8.

3. Щеголев А.И. Современная морфологическая классификация повреждений плаценты. Акушерство и гинекология. 2016; 4: 16-23.

4. Tuan-Mu H.Y., Yu C.H., Hu J.J. On the decellularization of fresh or frozen human umbilical arteries: implications for small-diameter tissue engineered vascular grafts. Ann. Biomed. Eng. 2014; 42(6): 1305-18. doi: 10.1007/s10439-014-1000-1.

5. Gui L., Muto A., Chan S.A., Breuer C.K., Niklason L.E. Development of decellularized human umbilical arteries as small-diameter vascular grafts. Tissue Eng. Part A. 2009; 15(9): 2665-76. doi: 10.1089/ten.TEA.2008.0526.

6. Hoenicka M., Lehle K., Jacobs V.R., Schmid F.X., Birnbaum D.E. Properties of the human umbilical vein as a living scaffold for a tissue-engineered vessel graft. Tissue Eng. 2007; 13(1): 219-29.

7. Crouzier T., McClendon T., Tosun Z., McFetridge P.S. Inverted human umbilical arteries with tunable wall thicknesses for nerve regeneration. J. Biomed. Mater. Res. A. 2009; 89(3): 818-28. doi: 10.1002/jbm.a.32103.

8. Abousleiman R.I., Reyes Y., McFetridge P., Sikavitsas V. The human umbilical vein: a novel scaffold for musculoskeletal soft tissue regeneration. Artif. Organs. 2008; 32(9): 735-42. doi: 10.1111/j.1525-1594.2008.00598.x.

9. Cooke M., Tan E.K., Mandrycky C., He H., O’Connell J., Tseng S.C. Comparison of cryopreserved amniotic membrane and umbilical cord tissue with dehydrated amniotic membrane/chorion tissue. J. Wound Care. 2014; 23(10): 465-74, 476. doi: 10.12968/jowc.2014.23.10.465.

10. Papanna R., Fletcher S., Moise K.J. Jr., Mann L.K., Tseng S.C. Cryopreserved human umbilical cord for in utero myeloschisis repair. Obstet. Gynecol. 2016; 128(2): 325-30. doi: 10.1097/AOG.0000000000001512.

11. Raphael A., Gonzales J. Use of cryopreserved umbilical cord with negative pressure wound therapy for complex diabetic ulcers with osteomyelitis. J. Wound Care. 2017; 26(Sup.10): S38-44. doi: 10.12968/jowc.2017.26.Sup10.S38.

12. Rozati H., Handley T., Jayasena C.N. Process and pitfalls of sperm cyopreservation. J. Clin. Med. 2017; 6(9). pii: E89. doi: 10.3390/jcm6090089.

13. Choudhery M.S., Badowski M., Muise A., Pierce J., Harris D.T. Cryopreservation of whole adipose tissue for future use in regenerative medicine. J. Surg. Res. 2014; 187(1): 24-35. doi: 10.1016/j.jss.2013.09.027.

14. Devitt S.M., Carter C.M., Dierov R., Weiss S., Gersch R.P., Percec I. Successful isolation of viable adipose-derived stem cells from human adipose tissue subject to long-term cryopreservation: positive implications for adult stem cell-based therapeutics in patients of advanced age. Stem Cells Int. 2015; 2015: 146421. doi: 10.1155/2015/146421.

15. Park B.W., Jang S.J., Byun J.H., Kang Y.H., Choi M.J., Park W.U. et al. Cryopreservation of human dental follicle tissue for use as a resource of autologous mesenchymal stem cells. J. Tissue Eng. Regen. Med. 2017; 11(2): 489-500. doi: 10.1002/term.1945.

16. Carnevale G., Pisciotta A., Riccio M., De Biasi S., Gibellini L., Ferrari A. et al. Optimized cryopreservation and banking of human bone-marrow fragments and stem cells. Biopreserv. Biobank. 2016; 14(2): 138-48. doi: 10.1089/bio.2015.0001.

17. Saleh R., Reza H.M. Short review on human umbilical cord lining epithelial cells and their potential clinical applications. Stem Cell Res. Ther. 2017; 8(1): 222. doi: 10.1186/s13287-017-0679-y.

18. Tanaka M., Tsuno N.H., Fujii T., Todo T., Saito N., Takahashi K. Human umbilical vein endothelial cell vaccine therapy in patients with recurrent glioblastoma. Cancer Sci. 2013; 104(2): 200-5. doi: 10.1111/cas.12055.

19. Chatzistamatiou T.K., Papassavas A.C., Michalopoulos E., Gamaloutsos C., Mallis P., Gontika I. et al. Optimizing isolation culture and freezing methods to preserve Wharton’s jelly’s mesenchymal stem cell (MSC) properties: an MSC banking protocol validation for the Hellenic Cord Blood Bank. Transfusion. 2014; 54(12): 3108-20. doi: 10.1111/trf.12743.

20. Da-Croce L., Gambarini-Paiva G.H., Angelo P.C., Bambirra E.A., Cabral A.C., Godard A.L. Comparison of vitrification and slow cooling for umbilical tissues. Cell Tissue Bank. 2013; 14(1): 65-76. doi: 10.1007/s10561-012-9301-9.

21. Choudhery M.S., Badowski M., Muise A., Harris D.T. Utility of cryopreserved umbilical cord tissue for regenerative medicine. Curr. Stem Cell Res. Ther. 2013; 8(5): 370-80.

22. Badowski M., Muise A., Harris D.T. Mixed effects of long-term frozen storage on cord tissue stem cells. Cytotherapy. 2014; 16(9): 1313-21. doi: 10.1016/j.jcyt.2014.05.020.

23. Roy S., Arora S., Kumari P., Ta M. A simple and serum-free protocol for cryopreservation of human umbilical cord as source of Wharton’s jelly mesenchymal stem cells. Cryobiology. 2014; 68(3): 467-72. doi: 10.1016/j.cryobiol.2014.03.010.

24. Романов Ю.А., Балашова Е.Е., Волгина Н.Е., Кабаева Н.В., Дугина Т.Н., Сухих Г.Т. Выделение мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток после криогенного хранения ткани пупочного канатика человека. Клеточные технологии в биологии и медицине. 2015; 4: 218-23.

25. Dulugiac M., Moldovan L., Zarnescu O. Comparative studies of mesenchymal stem cells derived from different cord tissue compartments - The influence of cryopreservation and growth media. Placenta. 2015; 36(10): 1192-203. doi: 10.1016/j.placenta.2015.08.011.

26. Shimazu T., Mori Y., Takahashi A., Tsunoda H., Tojo A., Nagamura-Inoue T. Serum- and xeno-free cryopreservation of human umbilical cord tissue as mesenchymal stromal cell source. Cytotherapy. 2015; 17(5): 593-600. doi: 10.1016/j.jcyt.2015.03.604.

27. ong C.Y., Subramanian A., Biswas A., Bongso A. Freezing of fresh Wharton’s jelly from human umbilical cords yields high post-thaw mesenchymal stem cell numbers for cell-based therapies. J. Cell. Biochem. 2016; 117(4): 815-27. doi: 10.1002/jcb.25375.

28. Shivakumar S.B., Bharti D., Subbarao R.B., Jang S.J., Park J.S., Ullah I. et al. DMSO- and serum-free cryopreservation of Wharton’s jelly tissue isolated from human umbilical cord. J. Cell. Biochem. 2016; 117(10): 2397-412. doi: 10.1002/jcb.25563.

29. Best B.P. Cryoprotectant toxicity: facts, issues, and questions. Rejuvenation Res. 2015; 18(5): 422-36. doi: 10.1089/rej.2014.1656.

30. Костяев А.А., Мартусевич А.К., Андреев А.А. Токсичность криопротекторов и криоконсервантов на их основе для компонентов крови и костного мозга (обзорная статья). Научное обозрение. Медицинские науки. 2016; 6: 54-74.

31. Rodríguez L., Velasco B., García J., Martín-Henao G.A. Evaluation of an automated cell processing device to reduce the dimethyl sulfoxide from hematopoietic grafts after thawing. Transfusion. 2005; 45(8): 1391-7.

32. Du T., Chao L., Zhao S., Chi L., Li D., Shen Y. et al. Successful cryopreservation of whole sheep ovary by using DMSO-free cryoprotectant. J. Assist. Reprod. Genet. 2015; 32(8): 1267-75. doi: 10.1007/s10815-015-0513-3.

33. Hartmann I., Hollweck T., Haffner S., Krebs M., Meiser B., Reichart B. et al. Umbilical cord tissue-derived mesenchymal stem cells grow best under GMP-compliant culture conditions and maintain their phenotypic and functional properties. J. Immunol. Methods. 2010; 363(1): 80-9. doi: 10.1016/j.jim.2010.10.008.

34. Swamynathan P., Venugopal P., Kannan S., Thej C., Kolkundar U., Bhagwat S. et al. Are serum-free and xeno-free culture conditions ideal for large scale clinical grade expansion of Wharton’s jelly derived mesenchymal stem cells? A comparative study. Stem Cell Res. Ther. 2014; 5(4): 88. doi: 10.1186/scrt477.

Поступила 22.02.2018

Принята в печать 02.03.2018

Об авторах / Для корреспонденции

Строкова Светлана Олеговна, врач клинической лабораторной диагностики лаборатории по сбору и хранению биоматериалов ФГБУ «НМИЦ АГП им. В.И. Кулакова» Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (916) 928-49-61. E-mail: estel.7@list.ru. ORCID iD 0000-0002-2679-4991.
Арутюнян Ирина Владимировна, к.б.н., ст.н.с. лаборатории регенеративной медицины ФГБУ «НМИЦ АГП им. В.И. Кулакова» Минздрава России, ст.н.с. лаборатории роста и развития ФГБНУ НИИМЧ.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (926) 147-44-30. E-mail: labrosta@yandex.ru. ORCID iD 0000-0002-4344-8943.
Муллабаева Светлана Мининхаевна, зав. лабораторией по сбору и хранению биоматериалов ФГБУ «НМИЦ АГП им. В.И. Кулакова» Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (915) 322-08-79. Е-mail: s_mullabaeva@oparina4.ru.
Фатхудинов Тимур Хайсамудинович, д.м.н., зав. лабораторией регенеративной медицины ФГБУ «НМИЦ АГП им. В.И. Кулакова» Минздрава России, профессор кафедры гистологии, цитологии и эмбриологии медицинского института РУДН.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (903) 256-11-57. E-mail: tfat@yandex.ru. ORCID iD 0000-0002-6498-5764.

Для цитирования: Строкова С.О., Арутюнян И.В., Муллабаева С.М., Фатхудинов Т.Х. Криоконсервация ткани пуповины человека: перспективы клинического применения. Акушерство и гинекология. 2018; 12: 5-10.
https://dx.doi.org/10.18565/aig.2018.12.5-10

Полный текст публикаций доступен только подписчикам

Нет комментариев

Комментариев: 0

Вы не можете оставлять комментарии
Пожалуйста, авторизуйтесь

Статьи по теме

Все издания

Смотрите также