ВПЧ-ассоциированные заболевания шейки матки – новое в диагностике

27.09.2015
702

ФГБУ Научный центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России, Москва

В обзоре рассмотрена роль ряда молекулярных маркеров и предикторов при предраковых заболеваниях и раке шейки матки (РШМ). Канцерогенез характеризуется молекулярно-генетическими изменениями, которые могут стать прогностическими и диагностическими маркерами прогрессирования процесса и основой для создания новых тестовых систем для скрининга. В настоящее время активно изучаются микро-РНК как мощные посттранскрипционные регуляторы экспрессии генов, способные одновременно модулировать ряд генов-мишеней. Выделены микро-РНК, экспрессия которых изменяется при ВПЧ (вирус папилломы человека)-ассоциированных заболеваниях шейки матки. Нарушение регуляции микро-РНК в тканях может играть важную роль в онкогенезе РШМ, потому исследования микро-РНК в качестве как прогностического фактора, так и терапевтической опции РШМ остаются чрезвычайно актуальными. Не менее актуальным является изучение профилей экспрессии микро-РНК для прогнозирования течения неопластического процесса шейки матки и выявления корреляции между степенью тяжести цервикальной интраэпителиальной неоплазии, ВПЧ-нагрузкой и уровнем указанных маркеров в динамике наблюдения.

Эпидемиология рака шейки матки

По данным CDC (Центр контроля и предотвращения распространения заболеваний, США) за период 2004–2008 гг., каждый год регистрируется около 33 300 ВПЧ (вирус папилломы человека)-ассоциированного рака [1]. Ежегодно диагностируется 21 300 случаев ВПЧ-ассоциированного рака среди женщин и около 12 100 – среди мужчин. Рак шейки матки (РШМ) является наиболее распространенной формой ВПЧ-ассоциированного рака у женщин. В мире ежегодно регистрируются 470 000 новых случаев РШМ, 233 000 из которых заканчиваются смертельным исходом. Так, в США в 2012 г. зарегистрировано 12 340 новых случаев РШМ, в мире – 528 000, а в России – 15 051 случаев [2]. РШМ является четвертой наиболее распространенной формой рака у женщин и седьмой в целом. В 2013 г. в США зарегистрировано 12 340 новых случаев РШМ, около 4030 женщин умерли от него. Заболеваемость РШМ в странах Европы различна, так в странах восточной Европы она выше в 2–5 раз, чем в первоначальных 15 государствах Европейского Союза. Эти различия в значительной степени обусловлены наличием или отсутствием программ профилактики РШМ в стране. Отсутствие эффективных моделей прогнозирования исхода РШМ, делает затруднительным определение индивидуальных протоколов лечения пациенток.

Патогенез предраковых заболеваний и РШМ

ВПЧ-инфекция начинается с внедрения вирусных частиц в недифференцированные базальные эпителиальные клетки через ссадины или раны. Амплификация внехромосомной вирусной ДНК и экспрессия капсидных белков происходят последовательно в средних и поверхностных клетках многослойного плоского эпителия [3]. Стойкое, активное заражение ВПЧ высокого риска (ВПЧ ВР) может привести к аномальному увеличению глубины пролиферативной активности в многослойном плоском эпителии шейки матки, то есть к цервикальной интраэпителиальной неоплазии (CIN) 1-й, 2-й или 3-й степени [4].

Гистологически, зона аномально пролиферирующих клеток при CIN 1 ограничена по глубине 1/3 эпителия. CIN 2 и CIN 3 отличаются проникновением в более глубокие слои эпителия: на 2/3 его глубины (CIN 2) и глубже (CIN 3). CIN 2 и CIN 3 развиваются у 10–20% женщин с CIN 1.

Когда неопластические процессы затрагивают подлежащую строму, CIN 3 превращается в инвазивный РШМ [5].

Патогенетической основой вирус-индуцированного онкогенеза является интеграция вирусной ДНК в хромосому инфицированных клеток с активным синтезом онкобелков Е6 и Е7, которые нарушают нормальный процесс дифференцировки клеток [6]. Два вирусных онкобелка – E6 и E7, продуцируемые ВПЧ ВР, дестабилизируют, соответственно, два основных клеточных белка-супрессора опухолей: р53 и белок ретинобластомы (Rb). Установлено, что онкобелок Е6 вызывают деградацию белков-супрессоров генов р53 и ВАХ, предотвращение апоптотических процессов, деградации тирозинкиназы, активации теломеразы и подавление выработки интерферона. Е7 взаимодействует с продуктами гена-супрессора Rb105 и способствует высвобождению транскрипционного фактора Е2F, стимуляции клеточной пролиферации, синтезу р16INK4a. Оба вирусных белка функционируют в продуктивную фазу инфекции в постмитотических дифференцированных шиповатых клетках, однако вторичное повышение экспрессии Е6 и Е7 в недифференцированных базальных или стволовых клетках нарушает регуляцию клеточного цикла, подавляет клеточную дифференцировку, вызывает повреждения хромосом и предотвращает апоптоз, в результате чего клетки эпителия преобразуются в клетки РШМ [7, 8]. Итак, экспрессия ВПЧ ВР онкобелков Е6 и Е7 с течением времени приводит к РШМ [5].

Диагностика предраковых заболеваний и РШМ

Мазок с шейки матки на онкоцитологию по Папаникалау (ПАП-тест), разработанный Джорджем Папаникалау в 20-х годах ХХ в., значительно снизил уровень заболеваемости РШМ. Однако ограничения, связанные с точностью метода и выявлением особенностей каждого отдельного случая, привели к необходимости поиска особых биомаркеров дисплазии клеток плоского и железистого эпителия шейки матки. Ученые надеются, что эти биомаркеры можно будет использовать вместе с обычными массовыми обследованиями женщин с целью профилактики злокачественных заболеваний шейки матки, обусловленных ВПЧ-инфекцией.

Принцип скрининга РШМ базируется также на обнаружении персистенции ВПЧ, что впервые было описано C.J. Meijer и соавт. в 1992 г. [9]. Распространенность ВПЧ коррелирует с увеличением частоты CIN. Результаты исследований показали, что неопластические процессы шейки матки всегда связаны с длительной персистенцией ВПЧ ВР, в связи с чем был предложен скрининг РШМ, основанный на обнаружении ВПЧ. Убедительные доказательства прогностической ценности определения ВПЧ были представлены в результатах 10-летнего наблюдения 20 810 женщин: CIN 3 развились у 17,2% женщин с ВПЧ 16-го типа, у 13,6% с ВПЧ 18-го типа (отрицательных на ВПЧ-16), и только у 0,8% ВПЧ-отрицательных обследуемых [10]. Тем не менее, существует мнение, что ВПЧ-инфекция сама по себе недостаточна для развития злокачественных изменений. Необходимы генетические факторы, которые играю...

Список литературы

  1. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Human papillomavirus-associated cancers – United States, 2004–2008. MMWR Morb. Mortal Wkly Rep. 61(15): 258-61.
  2. Давыдов М.И., Аксель Е.М., ред. Статистика злокачественных новообразований в России и странах СНГ в 2012 г. М.: Издательская группа РОНЦ; 2014: 47.
  3. Wang H.K., Duffy A.A., Broker T.R., Chow L.T. Robust production and passaging of infectious HPV in squamous epithelium of primary human keratinocytes. Genes Dev. 2009; 23(2): 181-94.
  4. Massad L.S., Einstein M.H., Huh W.K., Katki H.A., Kinney W.K., Schiffman M. et al.; 2012 ASCCP Consensus Guidelines Conference. 2012 updated consensus guidelines for the management of abnormal cervical cancer screening tests and cancer precursors. Obstet. Gynecol. 2013; 121(4): 829-46.
  5. Wang X., Wang H.-K., Li Y. microRNAs are biomarkers of oncogenic human papillomavirus infections. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2014; 111(11): 4262-7.
  6. Киселев В.И., Киселев О.И. Вирусы папилломы человека в развитии рака шейки матки. М.: Роза мира; 2003. 90с.
  7. Scheffner M., Werness B.A., Huibregtse J.M., Levine A.J., Howley P.M. The E6 oncoprotein encoded by human papillomavirus types 16 and 18 promotes the degradation of p53. Cell. 1990; 63(6): 1129-36.
  8. Roman A., Munger K. The papillomavirus E7 proteins. Virology. 2013;445(1-2): 138-68.
  9. Meijer C.J., van den Brule A.J., Snijders P.J., Helmerhorst T., Kenemans P., Walboomers J.M. Detection of human papillomavirus in cervical scrapes by the polymerase chain reaction in relation to cytology: possible implications for cervical cancer screening. IARC Sci. Publ. 1992; (119): 271-81.
  10. Khan M.J., Castle P.E., Lorincz A.T., Wacholder S., Sherman M., Scott D.R. et al. The elevated 10-year risk of cervical precancer and cancer in women with human papillomavirus (HPV) type 16 or 18 and the possible utility of type-specific HPV testing in clinical practice. J. Natl. Cancer Inst. 2005; 97(14): 1072-9.
  11. Murphy N., Ring M., Heffron C.C., King B., Killalea A.G., Hughes C. et al. p16INK4A, CDC6, and MCM5: predictive biomarkers in cervical preinvasive neoplasia and cervical cancer. J. Clin. Pathol. 2005; 58(5): 525-34.
  12. Klaes R., Friedrich T., Spitkovsky D., Ridder R., Rudy W., Petry U. et al. Overexpression of p16(INK4A) as a specific marker for dysplastic and neoplastic epithelial cells of the cervix uteri. Int. J. Cancer. 2001; 92(2): 276-84.
  13. Lee R.C., Feinbaum R.L., Ambros V. The C. elegans heterochronic gene lin-4 encodes small RNAs with antisense complementarity to lin-14. Cell. 1993; 75(5): 843-54.
  14. Reinhart B.J., Slack F.J., Basson M., Pasquinelli A.E., Bettinger J.C., Rougvie A.E. et al. The 21-nucleotide let-7 RNA regulates developmental timing in Caenorhabditis elegans. Nature. 2000; 403(6772): 901-6.
  15. Wightman B., Ha I., Ruvkun G. Posttranscriptional regulation of the heterochronic gene lin-14 by lin-4 mediates temporal pattern formation in C. elegans. Cell. 1993; 75(5): 855-62.
  16. Wightman B., Bürglin T.R., Gatto J., Arasu P., Ruvkun G. Negative regulatory sequences in the lin-14 3′-untranslated region are necessary to generate a temporal switch during Caenorhabditis elegans development. Genes Dev. 1991; 5(10): 1813-24.
  17. Lagos-Quintana M., Rauhut R., Lendeckel W., Tuschl T. Identification of novel genes coding for small expressed RNAs. Science. 2001; 294(5543): 853-8.
  18. Lu J., Getz G., Miska E.A., Alvarez-Saavedra E., Lamb J., Peck D. et al. MicroRNA expression profiles classify human cancers. Nature. 2005; 435(7043): 834-8.
  19. Paranjape T., Slack F.J., Weidhaas J.B. MicroRNAs: tools for cancer diagnostics. Gut. 2009; 58(11): 1546-54.
  20. Lotterman C.D., Kent O.A., Mendell J.T. Functional integration of microRNAs into oncogenic and tumor suppressor pathways. Cell Cycle. 2008; 7(16):2493-9.
  21. Iorio M.V., Ferracin M., Liu C.G., Veronese A., Spizzo R., Sabbioni S. et al. MicroRNA gene expression deregulation in human breast cancer. Cancer Res. 2005; 65(16): 7065-70.
  22. Xie Y., Todd N.W., Liu Z., Zhan M., Fang H., Peng H. et al. Altered miRNA expression in sputum for diagnosis of non-small cell lung cancer. Lung Cancer. 2010; 67(2): 170-6.
  23. Michael M.Z., O’ Connor S.M., van Holst Pellekaan N.G., Young G.P., James R.J. Reduced accumulation of specific microRNAs in colorectal neoplasia. Mol. Cancer Res. 2003; 1(12): 882-91.
  24. Calin G.A., Croce C.M. MicroRNA signatures in human cancers. Nat. Rev. Cancer. 2006; 6(11): 857-66.
  25. Calin G.A., Sevignani C., Dumitru C.D., Hyslop T., Noch E., Yendamuri S. et al. Human microRNA genes are frequently located at fragile sites and genomic regions involved in cancers. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004; 101(9):2999-3004.
  26. Pasquinelli A.E., Reinhart B.J., Slack F., Martindale M.Q., Kuroda M.I., Maller B. et al. Conservation of the sequence and temporal expression of let-7 heterochronic regulatory RNA. Nature. 2000; 408(6808): 86-9.
  27. Wang X. A PCR-based platform for microRNA expression profiling studies. RNA. 2009; 15(4): 716-23.
  28. Korpal M., Lee E.S., Hu G., Kang Y. The miR-200 family inhibits epithelial-mesenchymal transition and cancer cell migration by direct targeting of E-cadherin transcriptional repressors ZEB1 and ZEB2. J. Biol. Chem. 2008; 283(22): 14910-4.
  29. Gregory P.A., Bert A.G., Paterson E.L., Barry S.C., Tsykin A., Farshid G. et al. The miR-200 family and miR-205 regulate epithelial to mesenchymal transition by targeting ZEB1 and SIP1. Nat. Cell Biol. 2008; 10(5): 593-601.
  30. Do T.V., Kubba L.A., Du H., Sturgis C.D., Woodruff T.K. Transforming growth factor-β1, transforming growth factor-β2, and transforming growth factor-β3 enhance ovarian cancer metastatic potential by inducing a Smad3-dependent epithelial-to-mesenchymal transition. Mol. Cancer Res. 2008; 6(5):695-705.
  31. Tang B., Vu M., Booker T., Santner S.J., Miller F.R., Anver M.R., Wakefield L.M. TGF-β switches from tumor suppressor to prometastatic factor in a model of breast cancer progression. J. Clin. Invest. 2003; 112(7): 1116-24.
  32. Lipschutz J.H., Guo W., O’Brien L.E., Nguyen Y.H., Novick P., Mostov K.E. Exocyst is involved in cystogenesis and tubulogenesis and acts by modulating synthesis and delivery of basolateral plasma membrane and secretory proteins. Mol. Biol. Cell. 2000; 11(12): 4259-75.
  33. Kota J., Chivukula R.R., O’Donnell K.A., Wentzel E.A., Montgomery C.L., Hwang H.W. et al. Therapeutic microRNA delivery suppresses tumorigenesis in a murine liver cancer model. Cell. 2009; 137(6): 1005-17.
  34. Valastyan S., Reinhardt F., Benaich N., Calogrias D., Szász A.M., Wang Z.C. et al. A pleiotropically acting microRNA, miR-31, inhibits breast cancer metastasis. Cell. 2009; 137(6): 1032-46.
  35. Li B.H., Zhou J.S., Ye F., Cheng X.D., Zhou C.Y., Lu W.G., Xie X. Reduced miR-100 expression in cervical cancer and precursors and its carcinogenic effect through targeting PLK1 protein. Eur. J. Cancer. 2011; 47(14): 2166-74.
  36. Xiong J., Du Q., Liang Z. Tumor-suppressive microRNA-22 inhibits the transcription of E-box-containing c-Myc target genes by silencing c-Myc binding protein. Oncogene. 2010; 29(35): 4980-8.
  37. Zheng Y.S., Zhang H., Zhang X.J., Feng D.D., Luo X.Q., Zeng C.W. et al. MiR-100 regulates cell differentiation and survival by targeting RBSP3, a phosphatase-like tumor suppressor in acute myeloid leukemia. Oncogene. 2012; 31(1): 80-92.
  38. Lee D.Y., Deng Z., Wang C.H., Yang B.B. MicroRNA-378 promotes cell survival, tumor growth, and angiogenesis by targeting SuFu and Fus-1 expression. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007; 104(51): 20350-5.
  39. O’Donnell K.A., Wentzel E.A., Zeller K.I., Dang C.V., Mendell J.T. c-Myc-regulated microRNAs modulate E2F1 expression. Nature. 2005; 435(7043): 839-43.
  40. Zheng Z.M., Wang X. Regulation of cellular miRNA expression by human papillomaviruses. Biochim. Biophys. Acta. 2011; 1809(11-12): 668-77.
  41. Hua Y., Larsen N., Kalyana-Sundaram S., Kjems J., Chinnaiyan A.M., Peter M.E. miRConnect 2.0: Identification of oncogenic, antagonistic miRNA families in three human cancers. BMC Genomics. 2013; 14: 179.
  42. Brosh R., Shalgi R., Liran A., Landan G., Korotayev K., Nguyen G.H. et al. p53-Repressed miRNAs are involved with E2F in a feed-forward loop promoting proliferation. Mol. Syst. Biol. 2008; 4: 229.
  43. Marchini S., Cavalieri D., Fruscio R., Calura E., Garavaglia D., Fuso Nerini I. et al. Association between miR-200c and the survival of patients with stage I epithelial ovarian cancer: a retrospective study of two independent tumour tissue collections. Lancet Oncol. 2011; 12(3): 273-85.
  44. Della Vittoria Scarpati G., Falcetta F., Carlomagno C., Ubezio P., Marchini S., De Stefano A. et al. A specific miRNA signature correlates with complete pathological response to neoadjuvant chemoradiotherapy in locally advanced rectal cancer. Int. J. Radiat. Oncol. Biol. Phys. 2012; 83(4): 1113-9.
  45. Lee J.W., Choi C.H., Choi J.J., Park Y.A., Kim S.J., Hwang S.Y. et al. Altered MicroRNA expression in cervical carcinomas. Clin. Cancer Res. 2008; 14(9): 2535-42.
  46. Lui W.O., Pourmand N., Patterson B.K., Fire A. Patterns of known and novel small RNAs in human cervical cancer. Cancer Res. 2007; 67(13): 6031-43.
  47. Wang X., Tang S., Le S.Y., Lu R., Rader J.S., Meyers C., Zheng Z.M. Aberrant expression of oncogenic and tumor-suppressive microRNAs in cervical cancer is required for cancer cell growth. PLoS One. 2008; 3(7): e2557.
  48. Li Y., Liu J., Yuan C., Cui B., Zou X., Qiao Y. High-risk human papillomavirus reduces the expression of microRNA-218 in women with cervical intraepithelial neoplasia. J. Int. Med. Res. 2010; 38(5): 1730-6.
  49. Hu X., Schwarz J.K., Lewis J.S. Jr., Huettner P.C., Rader J.S., Deasy J.O. et al. A microRNA expression signature for cervical cancer prognosis. Cancer Res. 2010; 70(4): 1441-8.
  50. Yue C., Wang M., Ding B., Wang W., Fu S., Zhou D. et al. Polymorphism of the pre-miR-146a is associated with risk of cervical cancer in a Chinese population. Gynecol. Oncol. 2011; 122(1): 33-7.
  51. Wang F., Li Y., Zhou J., Xu J., Peng C., Ye F. et al. miR-375 is down-regulated in squamous cervical cancer and inhibits cell migration and invasion via targeting transcription factor SP1. Am. J. Pathol. 2011; 179(5): 2580-8.
  52. Li J.H., Xiao X., Zhang Y.N., Wang Y.M., Feng L.M., Wu Y.M., Zhang Y.X. MicroRNA miR-886-5p inhibits apoptosis by down-regulating Bax expression in human cervical carcinoma cells. Gynecol. Oncol. 2011; 120(1): 145-51.
  53. Lajer C.B., Garnæs E., Friis-Hansen L., Norrild B., Therkildsen M.H., Glud M. et al. The role of miRNAs in human papilloma virus (HPV)-associated cancers: bridging between HPV-related head and neck cancer and cervical cancer. Br. J. Cancer. 2012; 106(9): 1526-34.
  54. Kang H.W., Wang F., Wei Q., Zhao Y.F., Liu M., Li X., Tang H. miR-20a promotes migration and invasion by regulating TNKS2 in human cervical cancer cells. FEBS Lett. 2012; 586(6): 897-904.
  55. Liu L., Yu X., Guo X., Tian Z., Su M., Long Y. et al. miR-143 is downregulated in cervical cancer and promotes apoptosis and inhibits tumor formation by targeting Bcl-2. Mol. Med. Rep. 2012; 5(3): 753-60.
  56. Ahmad J., Hasnain S.E., Siddiqui M.A., Ahamed M., Musarrat J., Al-Khedhairy A.A. MicroRNA in carcinogenesis & cancer diagnostics: a new paradigm. Indian J. Med. Res. 2013; 137(4): 680-94.

Об авторах / Для корреспонденции

Сведения об авторах:
Прилепская Вера Николаевна, д.м.н., профессор, зам. директора ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, России, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438-69-34. E-mail: VPrilepskaya@mail.ru
Назарова Нисо Мирзоевна, д.м.н., в.н.с. ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, России, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438-14-03. E-mail: grab2@yandex.ru
Мзарелуа Гуранда Мерабовна, аспирант ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, России, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438-14-03. E-mail: mzareluag@mail.ru
Файзуллин Леонид Закиевич, д.б.н., научный сотрудник лаборатории молекулярно-генетических методов ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова
Минздрава России. Адрес: 117997, России, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438-22-92. E-mail: l_faizullin@oparina4.ru
Трофимов Дмитрий Юрьевич, д.б.н., зав. лабораторией молекулярно-генетических методов ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, России, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438-22-92. E-mail: d.trofimov@dna-tech.ru

Полный текст публикаций доступен только подписчикам

Нет комментариев

Комментариев: 0

Вы не можете оставлять комментарии
Пожалуйста, авторизуйтесь