Восстановление сперматогенеза путем аллогенной трансплантации недифференцированных клеток Сертоли в экспериментальной модели двустороннего абдоминального крипторхизма

30.12.2015
581

ФГБУН «Институт биологии развития им. Н. К. Кольцова» РАН; ФГБУ «ФНИЦЭМ им. Н. Ф. Гамалеи» Минздрава России; отделение репродуктивного здоровья «Научный центр здоровья детей»; медицинский факультет Российского университета дружбы народов

Изучено влияние аллогенной трансплантации недифференцированных клеток Сертоли на тестикулярную ткань экспериментальных животных на модели двустороннего абдоминального крипторхизма. Эффективность трансплантации недифференцированных клеток Сертоли оценивали через 1 и 3 мес. после инъекции. Установлено, что после трансплантации происходит частичное восстановление семенных канальцев, в трети из них встречаются половые клетки на всех стадиях дифференциации, что не определялось в группах контроля.

Введение. За последнее время, по данным ВОЗ, частота бесплодия в браке не только не уменьшается, но продолжает расти. Установлено, что доля мужской инфертильности за последние 20 лет увеличилась с 8–10 до 30–40% всех случаев бесплодия [1]. Одна из причин мужского бесплодия – крипторхизм – аномалия, связанная с неопущением одного или двух яичек в мошонку. Дислокация яичка – распространенное нарушение развития репродуктивной системы, встречающееся у 30% недоношенных и 4% доношенных новорожденных [2]. В связи с этим в течение многих лет крипторхизм и его осложнения находятся в центре внимания исследователей и врачей [3].

Традиционные методы лечения крипторхизма недостаточно эффективны. Так, гормональная терапия (с использованием хорионического гонадотропина) – метод лечения, который широко применяется уже более 30 лет, но эффективность его оценивается неоднозначно [4] и по сравнению с группой плацебо не превышает 10% [5]. Другой метод – операция орхипексии (опущение яичка в мошонку) – часто не обеспечивает ожидаемого восстановления сперматогенеза, особенно при двусторонних формах крипторхизма, и проводится больше в профилактических целях.

В настоящее время появляются новые подходы к восстановлению сперматогенеза, пока находящиеся на стадии разработки на лабораторных животных. Один из таких подходов – искусственный гаметогенез – дифференцировка мужских половых клеток из эмбриональных стволовых клеток (ЭСК) или индуцированных плюрипотентных стволовых клеток in vitro. В ряде работ ЭСК в культуре под действием специфических индукторов удавалось дифференцировать в гаплоидные мужские половые клетки, которые затем использовали для искусственного оплодотворения [6, 7]. Однако существующие методы искусственного гаметогенеза характеризуются низкой эффективностью: только 0,01% всех клеток достигает гаплоидного состояния. К существенным недостаткам описанного подхода относятся нарушения дифференцировки половых клеток [8, 9], которые происходят из-за отсутствия in vitro естественного микроокружения.

Другой подход к восстановлению мужской фертильности предполагает использование сперматогониальных стволовых клеток (ССК). Разработаны методики выделения, культивирования ССК [10–12] и их трансплантации в семенники животных с нарушенным сперматогенезом [13, 14]. В случае повреждения только половых клеток трансплантации ССК способны восстановить сперматогенез [15]. Однако в случае с крипторхизмом нарушение в значительной степени затрагивает не ССК, а их микроокружение – клетки Сертоли (КС) [16–18]. Клетки Сертоли – соматические клетки семенника, поддерживающие развитие половых клеток; являются основой структуры семенных канальцев, источником многих факторов роста и дифференцировки для половых клеток, выполняют трофическую функцию и многие другие. Без этих клеток развитие половых клеток невозможно.

В литературе отсутствуют данные о восстановлении сперматогенеза после крипторхизма у животных путем аллогенной клеточной трансплантации. Тем не менее на другой модели – локального облучения семенников крыс (так же как и крипторхизм, необратимо нарушающий функцию КС [19]) путем аллогенной трансплантации в интерстициальную ткань семенника недифференцированных КС [НКС]) 12–13-суточных крысятам удалось достичь частичного восстановления сперматогенеза в семенных канальцах реципиента [20].

Цель настоящей работы: исследовать влияние аллогенной трансплантации НКС на восстановление сперматогенеза после моделирования двустороннего абдоминального крипторхизма.

Материалы и методы. В работе были использованы 50 крысят линии Вистар: 30 животным в возрасте 15 дней (возраст выбирали, основываясь на результатах наших предыдущих исследований [3]) проводили операцию по фиксации семенников в брюшной полости (реципиенты), 20 крысят в возрасте 10 дней использовали как доноров НКС для трансплантации. Крыс содержали в стандартных условиях вивария с режимом день/ночь 12 ч/12 ч, воду и корм животные получали ad libitum.

Животные были разделены на 6 групп по 4–5 крыс в каждой.

Контрольная группа (К) – контроль состояния сперматогенной ткани после крипторхизма, крыс выводили из эксперимента на момент низведения семенников из брюшной полости в мошонку через 90 сут. после моделирования крипторхизма.

Контрольная группа (КО-1) – животным после смоделированного 90-суточного двустороннего абдоминального крипторхизма проводили орхипексию и выводили из эксперимента через 1 мес. после операции.

Контрольные группы (КВ-1 и КВ-3) – животным после смоделированного 90-суточного двустороннего абдоминального крипторхизма проводили орхипексию и вводили в интерстициальную ткань семенника среду без клеток, крыс выводили из эксперимента ч...

Список литературы

1. Bayasgalan G., Naranbat D., Radnaabazar J., Lhagvasuren T., Rowe P.J. Male infertility: risk factors in Mongolian men. Asian J Androl. 2004;4:305–311.

2. Юсуфов А.А., Румянцева Г.Н., Пыков М.И. Роль ультразвукового исследования в диагностике крипторхизма у детей. Урология. 2011;4:60–64.

3. Кирпатовский И.Д, Титаров Д.Л., Жамынчиев Э.К. Сравнение репаративных особенностей тестикулярной ткани у молодых и половозрелых животных на модели двустороннего абдоминального крипторхизма (экспериментальная работа). Вестник РУДН. 2012;4:11–15.

4. Ерохин А.П., Воложин С.И. Крипторхизм. М., 1995. С. 227–229.

5. Penson D., Krishnaswami S., Jules A., Pheeters M.L. Effectiveness of hormonal and surgical therapies for cryptorchidism: a systematic review. Pediatrics. 2013;131(6):e1897–907. doi: 10.1542/peds.2013-0072. Epub 2013 May

6. Geijsen N., Horoschak M., Kim K., Gribnau J., Eggan K., Daley G.Q. Derivation of embryonic germ cells and male gametes from embryonic stem cells. Nature. 2004;8:148–154.

7. Aflatoonian B., Ruban L., Jones M., Aflatoonian R., Fazeli A., Moore H.D. In vitro post-meiotic germ cell development from human embryonic stem cells. Hum Reprod. 2009;12:.3150–3159.

8. Nayernia K., Nolte J., Michelmann H.W., Lee J.H., Rathsack K. In vitro-differentiated embryonic stem cells give rise to male gametes that can generate offspring mice. Dev Cell. 2006;1:125–132.

9. Lokman M., Moore H. An artificial sperm-next year or never? Hum Fertil. (Camb). 2010;4:272–276.

10. Nagano M., Avarbock M.R., Leonida E.B., Brinster C.J., Brinster R.L. of mouse spermatogonial stem cells. Tissue Cell. 1998;4:389–397.

11. Kubota H., Avarbock M.R., Brinster R.L. Growth factors essential for self-renewal and expansion of mouse spermatogonial stem cells. Proc Natl Acad Sci USA. 2004 ;101(47):16489–16494.

12. Kanatsu-Shinohara M., Ogonuki N., Iwano T., Lee J., Kazuki Y. Genetic and epigenetic properties of mouse male germline stem cells during long-term culture. Development. 2005;132(18):4155–4163.

13. Brinster R.L., Avarbock M.R. Germline transmission of donor haplotype following spermatogonial transplantation. Proc Natl Acad Sci USA. 1994;91(24):11303–11307.

14. Khaira H., McLean D., Ohl D.A., Smith G.D. Spermatogonial stem cell isolation, storage, and transplantation. J Androl. 2005;26(4):442–450.

15. Zhang Z., Shao S., Meistrich M.L. Irradiated mouse testes efficiently support spermatogenesis derived from donor germ cells of mice and rats. J Androl. 2006;27(3):365–375.

16. Chen M., Cai H., Yang J.-L., Lu C.-L., Liu L., Yang W., Guo J., Hu H.-Q., Fan C.-H., Hu Z.-Y. Effect of heat stress on expression of junction-associated molecules and upstream factors androgen receptor and wilms’ tumor 1 in monkey Sertoli cells. Endocrinology. 2008;149(10):4871–4882.

17. Liu Y.-X., Li X.-X. Molecular basis of cryptorchidism-induced infertility. Sci. China Life Sci. 2010;53(11):1274–1283.

18. Mendis-Handagama S.M.L.C., Kerr J.B., de Kretser D.M. Experimental cryptorchidism in the adult mouse: I. Qualitative and quantitative light microscopic morphology. J. Androl. 1990;11(6):539–547.

19. Zhang Z., Shao S., Meistrich M.L. The radiation-induced block in spermatogonial differentiation is due to damage to the somatic environment, not the germ cells. J Cell Physiol. 2007;211(1):149–158.

20. Zhang Z., Shao S., Shetty G., Meistrich M.L. Donor Sertoli cells transplanted into irradiated rat testes stimulate partial recovery of endogenous spermatogenesis. Reproduction. 2009;137(3):497–508.

Об авторах / Для корреспонденции

Автор для связи: Э. К. Жамынчиев; e-mail: Zhamynchiev@gmail.com

Полный текст публикаций доступен только подписчикам

Нет комментариев

Комментариев: 0

Вы не можете оставлять комментарии
Пожалуйста, авторизуйтесь